INTRODUCCIÓN

En la actualidad, la rehabilitación estética y funcional con implantes, se ha convertido en una opción terapéutica eficaz y predecible ante ausencias dentales ocasionadas por agenesia (33% de los casos), avulsión traumática (20%), complicaciones endodónticas (15%), exodoncias programadas (11%), enfermedad periodontal (4%), caries (13%), o dientes impactados(¹). Sin embargo, el establecimiento de una adecuada barrera de tejido blando alrededor del implante, es un prerrequisito para el éxito del mismo a largo plazo (²).

Para conseguir este buen sellado periimplantario de tejido blando, debemos comprender la diferencia entre la mucosa periodontoal y la mucosa periimplantaria. El tejido periodontal se origina principalmente del ectomesénquima y con la erupción dental constituye un tejido organizado alrededor del diente mediante la unión dento-gingival, el cemento radicular, el ligamento periodontal, y el hueso alveolar (³). Tras la pérdida de un diente, el tejido periodontal se modifica y cuando rehabilitamos con un implante dental, la mucosa pasa a unirse a una superficie de titanio y al material de restauración coronaria, convirtiéndose en la mucosa periimplantaria (⁴). Esta mucosa periimplantaria está formada por un epitelio plano estratificado queratinizado, el cual establece una unión con la superficie del implante mediante un delgado epitelio de unión (⁵). Inmediatamente por debajo del epitelio y lateral al epitelio de unión, encontramos un tejido conectivo ocupado por un gran volumen de colágeno, y con menos contenido en fibroblastos que en la mucosa periodontal (⁶). Además, el tejido conectivo de la mucosa periimplantaria, tiene una alta densidad de vasos sanguíneos (⁵).

En este sentido, debemos analizar el proceso de cicatrización del tejido blando periimplantario tras la cirugía, el cual dará lugar a una mucosa periimplantaria estable. Después de la cirugía, la cicatrización del tejido blando alrededor de la porción transmucosa de un implante, comienza con la formación de un coágulo sanguíneo y la inducción de un proceso inflamatorio dirigido a la formación y remodelación tisular (⁷-¹⁰). Si esa formación y remodelación tisular del tejido blando es la adecuada, el proceso de cicatrización dará lugar a una efectiva mucosa de unión alrededor de la porción tansmucosa del implante (²). Esta mucosa de unión periimplantaria, debe estar compuesta en su porción superior por 2 mm de epitelio y en su porción inferior por entre 1 y 1,5 mm de tejido conectivo, como ha quedado demostrado en numerosos modelos animales (⁴,¹¹-¹⁵), y en biopsias obtenidas en humanos (¹⁶,¹⁷).

Para obtener esta adecuada mucosa periimplantaria, es importante que se produzca un proceso de cicatrización correcto. Este proceso incluye el reclutamiento de células inflamatorias y un proceso de angiogénesis (¹⁸-²¹); y si ambos procesos se desarrollan correctamente, todas las fases de la cicatrización mucosa (hemostasis, inflamación, proliferación, y remodelación de la matriz colágena) se producirán con éxito (²²,²³). Respecto al reclutamiento de células inflamatorias, entenderemos la respuesta inflamatoria en la mucosa oral, si comprendemos que, a diferencia de la piel (donde se producen cicatrices), la cicatrización de la mucosa oral se produce sin cicatrices, y por lo tanto la respuesta inflamatoria debe ser menor, para conseguir una correcta organización de las fibras de colágeno alrededor del implante, pilares, o restauración protética (²⁴-²⁶). En este sentido, debemos observar menor cantidad de células inflamatorias que en la piel, con una disminución en la producción de citoquinas. La menor producción de ILs (IL-8, IL-10, y sobre todo la IL-6) puede ser la responsable de una reducción en el reclutamiento de macrófagos y PMNs. La reducción de la respuesta celular inflamatoria, va unida a una menor expresión del TGF-β1, que es una citoquina pro-inflamatoria y pro-fibrótica, estrechamente relacionada con la formación de cicatrices hipertróficas (²⁷). Finalmente, respecto a la angiogénesis, cuando se produce una herida, las células responden con un incremento en la producción de VEGF (²⁸), que es el mediador más significativo en la angiogénesis de una herida. Su producción estimula el crecimiento capilar, que permite proporciona un adecuado aporte de nutrientes, oxígeno, y células inflamatorias; hasta tal punto que, durante la cicatrización de una herida, la densidad capilar llega a ser el doble que la de un tejido sano (²⁹). Esta situación, causa un aumento en los niveles de oxígeno tisular; sin embargo, cuando se alcanza la normoxia, se producen señales que inhiben el período pro-angiogénico de la cicatrización, produciéndose una reducción capilar, que permitirá que la nueva mucosa periimplantaria tenga una densidad vascular normal (³⁰). Por lo tanto, en el proceso de cicatrización de la mucosa oral, es importante que se produzca un aumento de la densidad vascular a muy corto plazo, pero que se inhiba parcialmente a las pocas semanas, para que se produzca una reepitelización normal del tejido periimplantario (³¹).

Por lo tanto, conseguir la formación de una adecuada mucosa periimplantaria que permita el rápido sellado biológico periimplantario, es crucial para el éxito del implante, fundamentalmente por la exposición a microorganismos (²). Por ello, la adhesión del epitelio y el tejido conectivo a la superficie de los pilares protéticos, es muy importante para la viabilidad de un implante dental (³²). En este sentido, en los últimos años se ha modificado la morfología de los pilares protéticos, tanto a nivel del tamaño del cuerpo del pilar (³³). Sin embargo, el diseño de pilares estrechos cuyo diámetro a nivel de la conexión es menor que el de la plataforma del implante (comúnmente conocidos como platform switching), parece ser el que mejor sellado mucoso proporcionaría al implante, al reducir el componente vertical del ancho biológico, y crear una mayor distancia horizontal (³⁴).

Sin embargo, en la actualidad el desconocimiento de cómo la modificación del diseño de un pilar protético, con un cambio en el diámetro del cuello tipo platform switching (PS) con geomeetría axial cóncava tipo PS, puede influir en la formación de una adecuada mucosa periimplantaria; nos motivó a plantearnos los siguientes objetivos de estudio: 1. Comparar la respuesta inflamatoria de la mucosa periimplantaria localizada alrededor de pilares estéticos convencionales y los nuevos pilares slim; mediante el análisis de células T, células B, macrófagos, y PMNs; 2. Analizar y comparar la densidad vascular de la mucosa periimplantaria localizada alrededor de pilares estéticos convencionales y los nuevos pilares slim; 3. Estudiar y comparar el espesor epitelial y la orientación de las fibras de colágeno de la mucosa periimplantaria localizada alrededor de pilares estéticos convencionales y los nuevos pilares slim. 4. Determinar y comparar la presencia de tejido blando remanente y/o microorganismos en la superficie de pilares estéticos convencionales y los nuevos pilares slim.

MATERIAL Y MÉTODOS

La población de estudio está compuesta por un total de 30 pacientes a los que se colocaron 60 implantes dentales (estudio a boca partida). El tamaño muestral para obtener un tamaño de muestra representativo, fue calculado con una potencia del 80% y un nivel α del 5%. El estudio fue realizado tras la aprobación del Comité de Bioética (3598/2021) y el de Bioseguridad en Experimentación (437/2021) de la Universidad de Murcia.

Los criterios de inclusión fueron: ser mayor de edad, no ser desdentados completos, ausencias bilaterales de al menos dos dientes (uno por hemimaxilar) en zona posterior (del primer premolar a segundo molar) con o sin extremos libres a distal que no precisen técnicas regenerativas, que permitan la colocación de implantes IPX Galimplant® (Galimplant S.l., Sarria, España) de 4,5 o 5 mm de diámetro en zonas edéntulas con hueso maduro de al menos 3 meses de cicatrización y con espacio protético de al menos 8 mm. En caso de existir ausencias impares, se colocaron un pilar cóncavo tipo PS, siendo el grupo a testar siempre mayoritario. Los pacientes deben tener condiciones sistémicas favorables para la realización de procedimientos quirúrgicos bucales (ASA I/II). Además, deberán haber consentido su participación en el estudio mediante la firma del consentimiento informado habilitado a tal efecto.

Los criterios de exclusión fueron: presencia de alguna enfermedad, condición o medicación que pueda comprometer la cicatrización y/o la osteointegración de los implantes dentales (diabetes mellitus descontrolada, inmunosupresión, administración fármacos modificadores del hueso, presencia de algún desorden mental severo, y pacientes que hayan recibido radioterapia de cabeza y cuello durante los 18 meses previos. Asimismo, se excluyeron aquellos pacientes que no presentaban suficiente encía queratinizada periimplantaria para permitir al menos 1 mm de encía residual tras la exéresis del tejido a estudio. Se excluyeron las zonas edéntulas estéticas de 13-23, implantes con estabilidad primaria con ISQ < 50 o <40N, o con pilares que no puedan recibir torque a 30N.

Todos los procedimientos diagnósticos y terapéuticos son respaldados por las guías publicadas por el Consejo General de Dentistas http://www.consejodentistas.es/dentistas/practicas-y-recomendaciones-clinicas/exploracion.html. En base a lo anterior los pacientes fueron atendidos con arreglo a los protocolos clínicos de las Clínicas Odontológicas Universitarias que participan en el estudio, para la colocación de implantes dentales en hueso maduro, mediante anestesia loco-regional. En el mismo acto los pacientes recibieron dos implantes y dos pilares transepiteliales (control vs test) (Figura 1). A los 3 meses se extrajeron conjuntamente dichos pilares junto con una banda de tejido epitelioconectivo de 1.0-1.5mm circundante que fueron analizadas histológicamente e inmunohistoquímica, colocando unos nuevos pilares transepiteliales antirotacionales de plataforma 4.8 en todos los implantes para continuar con la fase de rehabilitación protésica sobre los mismos.

Figura 1. Radiografía panorámica extraoral donde se observan pilares transepiteliales con geometría cóncava o pilares Slim colocados en tercer cuadrante y pilares con geometría recta colocados cuarto cuadrante. 

La valoración del seguimiento fue mediante preguntas al paciente al inicio del estudio (datos sociodemográficos y conductuales) así como exploración radiográfica preoperatorio, a los 3 meses y al año.

OBTENCIÓN DE LAS MUESTRAS PARA EL ESTUDIO HISTOLÓGICO E INMUNOHISTOQUÍMICO

A los 3 meses se extrajeron conjuntamente dichos pilares junto con una banda de tejido epitelio conectivo de 1.0-1.5mm circundante que fueron analizadas histológica e inmunohistoquímica (Figuras 2 y 3), colocando unos nuevos pilares transepiteliales antirotacionales de plataforma 4.8 en todos los implantes para continuar con la fase de rehabilitación protésica sobre los mismos.

Figura 2. Biopsia del tejido periimplantario alrededor del pilar transepitelial con bisturí circular. 

Figura 3. Diámetros del pilar transepitelial y de la mucosa periimplantario biopsiada. 

ANÁLISIS HISTOLÓGICO E INMUNOHISTOQUÍMICO

Antes de proceder a la obtención de cortes de 5 μm de espesor, los discos de mucosa periimplantaria se dividieron en 6 porciones homogéneas usadas para analizar: porción 1 (células T), porción 2 (células B), porción 3 (macrófagos), porción 4 (PMNs), porción 5 (vasos sanguíneos), y porción 6 (espesor epitelial y la orientación de las fibras de colágeno). Para las porciones 1, 2, 3, 4, y 5 usamos los anticuerpos monoclonales CD3, CD20, CD68, Elastasa, y CD31 respectivamente (Figura 4).

Figura 4. Distribución del tejido periimplantario biopsiado para cada uno de los estudios histológicos e inmunohistoquímicos. 

Las secciones 1-5 fueron desparafinadas e incubadas en una solución de recuperación antigénica a 60ºC. La solución antigénica retroviral DIVA (BIocaer medical, Condord, CA, EEUU), fue utilizada para teñir con CD31, mientras el buffer se usó para las tinciones con los Acs CD3, CD20, y CD68. Las secciones se incubaron con los anticuerpos primarios durante 30 minutos, y posteriormente se detectarán con EnVIsion + System-HPR, DAB (Dako-cytomation, Grlostrup, Dinamarca) contrarrestada con hematoxilina. En la porción 4, para la detección de elastasa usarmos Proteinasa K (Dakocytomation S3020), durante 6 minutos.

El análisis cuantitativo de la inmunoreactividad a los 5 Acs se calculó por el porcentaje de inmunopositividad. Realizaremos tres fotografías de cada una de las muestras a 10X (en áreas de 1200 x 800 μm). Las imágenes fueron analizadas usando el software de análisis de imagen (Leica Microsystems Ltd., Barcelona, España), por un investigador cegado. Finalmente, calculamos el porcentaje de inmunopositividad medio para cada una de las porciones.

Por último, para el estudio del espesor epitelial y la orientación de las fibras de colágeno, la porción 6 de mucosa periimplantaria fue desparafinada obteniendo dos secciones de 5 μm cada una. Para cuantificar el espesor epitelial de la mucosa periimplantaria, una de las secciones fue teñida con HE, y posteriormente usamos el software de análisis de imagen Image J versión 1.46 (U.S National Insitutes of Health, Bethesda, EEUU), calculando la media de 25 medidas de espesor por cada una de las muestras. La otra sección de 5 μm fue teñida con tricrómicro de Masson-Goldner, como tinción birrefringente para facilitar la precisión del estudio. Con esta tinción, se aumenta la intensidad de la luz para la visualización de las muestras con un microscopio de luz polarizada. Las fibras de colágeno alineadas transversalmente a la dirección de propagación de la luz (paralelas al plano de sección), aparecerán brillantes debido a un cambio en la refracción de la luz existente, mientras que las fibras de colágeno alineadas a lo largo del eje de propagación de la luz (perpendicular al plano de sección), aparecerán oscuras porque no se produce refracción. Cada muestra fue observada a 5X, 10X, y 20W, para que el campo de análisis se ubicara en el tercio coronal. La región de interés (ROI) fue poligonal y contenía todo el tejido conectivo supracrestal, cuyos límites fueron: medial (epitelio sulcular de unión que estaba en contacto con el pilar transepitelial), lateral (tejido conectivo perteneciente a la mucosa periimplantaria vestibular o lingual), coronal (mucosa periimplantaria coronal), y basal (la porción inferior de la mucosa periimplantaria, próxima a la cresta ósea).

Posteriormente, superpusimos sobre la imagen, una cuadrícula de 8 mm de largo x 8 mm de ancho con un total de 396 microáreas de 100 μm x 100 μm. La imagen fue entonces dividida en 3 tercios verticales (interna, media, y externa), y 3 tercios horizontales (coronal, media, y basal) de iguales dimensiones, obteniendo un total de 9 áreas de estudio: BI (basal interna), BM (basal media), BE (basal externa), MI (media interna), MM (media media), ME (media externa), CI (coronal interna), CM (coronal media), CE (coronal externa), Cada una de las 9 áreas de estudio (BI, BM, BE, MI, MM, ME, CI, CM, y CE) estaba formada a su vez por 44 microáreas, por lo que se estudiaron un total de 9 x 44 = 396 microáreas.

Finalmente, estudiamos en cada microárea la orientación de las fibras de colágeno en relación al eje axial del pilar transpetilelial, usando la herramienta de medición de ángulo del software de análisis de imagen Image J versión 1.46 (U.S National Insitutes of Health, Bethesda, EEUU). Registramos la angulación, tomando como referencia la posición de las fibras de la dirección coronal a la basal en el sentido de las agujas del reloj.

Cuando en una microárea, aparecían dos o más orientaciones de las fibras, seleccionamos la orientación más prevalente, con el objetivo de que de cada microárea se obtenga un único valor de orientación. Las fibras fueron consideradas: paralelas (de 0º a 22,5º o entre 157,5º y 180º), perpendiculares (entre 67,5º y 112,5º), oblicuas (entre 22,5º y 67,5º y entre 112,5º y 157,5º). La orientación de las fibras en cada área fue expresada en porcentaje, usando la siguiente fórmula: orientación de las fibras de colágeno en cada una de las 9 áreas = número de áreas con una angulación específica x 100/44.

RESULTADOS

Los resultados preliminares obtenidos indican que los pilares transepiteliales con gemoetría axial cóncava tipo PS o pilares slim producen menor inflamación, mayor revascularización, y un mejor sellado biológico periimplantario que los pilares transepitelieles con gemotría axial recta. Sin embargo, son necesarios futuros ensayos clínicos que avalen los resultados obtenidos con nuestro estudio.