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Revista Española de Enfermedades Digestivas
Print version ISSN 1130-0108
Rev. esp. enferm. dig. vol.97 n.7 Madrid Jul. 2005
PUNTO DE VISTA |
Infección por Helicobacter pylori y apoptosis de las células epiteliales de la mucosa gástrica
D. Olivares, J. P. Gisbert y J. M. Pajares
Servicio de Aparato Digestivo. Hospital Universitario de La Princesa. Madrid
ABREVIATURAS
NF-kB: factor nuclear kB; TNF-α: factor de necrosis tumoral-α; DD: death domain (dominio de la muerte); FADD: dominio de la muerte asociado a Fas; FasL: ligando del receptor Fas; TNFR: receptor de TNF; TRADD: dominio de la muerte asociado a TNFR; TRAF: factor asociado a TNFR; COX: ciclooxigenasa; PG: prostaglandina; iNOS: óxido nítrico sintasa inducible; NO: óxido nítrico; MDR-1: gen de resistencia a múltiples fármacos; IL: interleucina; EGF: factor de crecimiento epitelial; IGF: factor de crecimiento similar a la insulina; HGF: factor de crecimiento de hepatocitos; PI-3 kinasa: fosfoinositol-3 kinasa, RIP: proteína interactiva de receptores, SOD: superóxido dismutasa, MPT: poro de transición mitocondrial, Apaf-1: factor de activación de proteasas apoptóticas, MHC: complejo principal de histocompatibilidad, TGF-α: factor de crecimiento transformante-a, ROS: especies reactivas del oxígeno, MAPK: proteínas kinasas activadas por mitógenos, AINE: antiinflamatorios no esteroides.
INTRODUCCIÓN
La apoptosis fue inicialmente descrita por sus características morfológicas, incluyendo un encogimiento celular, disrupción de la membrana plasmática, condensación de la cromatina y una rotura en fragmentos discretos del DNA nuclear (1-3). Es un programa de muerte celular genéticamente dirigido, que puede ser interrumpido por mutaciones. De hecho, las mutaciones en rutas apoptóticas contribuyen a un número de enfermedades humanas, desde desórdenes neurodegenerativos hasta tumores (4).
Otros tipos de muerte celular
Aunque la apoptosis es una muerte celular programada, no todas las muertes programadas son apoptóticas. Otras respuestas programadas contribuyen a la eliminación de células potencialmente cancerosas. La senescencia es un programa irreversible de parada del ciclo celular con unas características propias, que está interrumpido en algunos tumores. Ciertos estímulos pueden inducir fenotipos sugerentes de senescencia, incluyendo activación de oncogenes mitógenos o radiación ionizante (5-8). Por ejemplo, un acortamiento excesivo de las secuencias terminales del DNA o telómeros, que puede producirse de manera natural en cada ciclo de replicación, provocaría una inestabilidad cromosómica, activando la parada del ciclo celular para evitar posibles mutaciones (9), conduciendo a un programa común de muerte celular.
Al contrario que la apoptosis, en la que la célula toma parte activa en su propia destrucción, en la necrosis las células sufren lisis por las citoquinas producidas por las células inflamatorias. Si se realiza una electroforesis con los restos nucleares de células muertas por necrosis se observa un patrón difuso, al ser los fragmentos de DNA de un espectro continuo. Sin embargo, los restos nucleares de células que mueren por apoptosis ofrecen un patrón en bandas salteadas, como peldaños de una escalera, denominado patrón ladder, como muestra inequívoca de que el proceso de muerte que se analiza es apoptótico.
H. pylori y apoptosis
Por otra parte, la infección de la mucosa gástrica por Helicobacter pylori puede afectar al balance normal entre la proliferación gástrica epitelial y la muerte por apoptosis, desregulando el ciclo celular normal y conduciendo en primera instancia a procesos de gastritis. Estos pueden convertirse en atrofia gástrica, y posteriormente en metaplasia, displasia y cáncer gástrico (10). La evolución de este proceso se correlaciona con una marcada disminución en la tasa apoptótica en los primeros estadios (gastritis y atrofia) y una respuesta proliferativa por parte del hospedador desmedida en los estadios más avanzados (metaplasia y displasia), que puede culminar en un proceso canceroso. Por tanto, la determinación de los valores predictivos de marcadores genéticos y bioquímicos inmediatamente antes de la erradicación de H. pylori, y el seguimiento a largo plazo de los pacientes con lesiones preneoplásicas gástricas, puede ser de ayuda para el establecimiento de opciones terapéuticas preventivas.
Objetivo
El objetivo de este artículo es revisar los principales eventos implicados en la apoptosis, sus causas tanto a nivel molecular como celular, así como sus consecuencias patológicas, centrando la atención en la apoptosis provocada por H. pylori en las células epiteliales de la mucosa gástrica y en el tipo de cepa bacteriana.
GENES IMPLICADOS EN LA APOPTOSIS
La clonación y caracterización del oncogén bcl-2 estableció la importancia de la apoptosis en el desarrollo de tumores (11). Bcl-2 promueve la supervivencia celular bloqueando la muerte celular programada (12-14). En ratones transgénicos, la sobreexpresión de Bcl-2 promueve una linfoproliferación y acelera la linfomagénesis inducida por c-Myc (13,15). Junto con Bcl-2, Bcl-XL es un potente supresor de la muerte celular, que es sobreexpresado en algunos tipos de tumor (16). Se ha observado que las tasas de inmunorreactividad de Bcl-2 en glándulas normales, metaplasia, adenoma y adenocarcinoma son del 0, 77, 38 y 11% respectivamente, sugiriendo una sobreexpresión de Bcl-2 en lesiones premalignas y represión tras el cambio maligno, siendo responsable de los eventos tempranos de la secuencia cancerosa (17).
Por otra parte, p53 fue el primer gen supresor de tumores descrito asociado a apoptosis. En la mayoría de tumores humanos hay mutaciones en el gen p53, incrementando la viabilidad y la inestabilidad cromosómica (18). La disrupción de varios efectores de la proteína p53 (p. ej. bax, apaf-1 y casp-9) puede promover la transformación oncogénica y el desarrollo tumoral (19-21). Se ha observado que la proteína p53 mutada activa los promotores de los genes Multi Drug Resistance Gene-1 (MDR-1), c-myc, interleucina-6 (IL-6), epithelial growth factor (EGF) y el insuline-like growth factor-II (IGF-II), todos ellos relacionados con el incremento en la proliferación celular. Además, varios componentes previos y posteriores de la ruta de p53 (p. ej. Mdm-2, ARF y Bax) también suelen estar mutados en tumores humanos (18).
La proteína p53 salvaje también está implicada directa o indirectamente en la regulación de genes relacionados con factores de crecimiento, en la regulación de proteínas formadoras del citoesqueleto, en la de genes implicados en la adhesión celular, en la parada del ciclo celular, en la represión de genes del metabolismo celular y en el mantenimiento de la integridad cromosómica tras daños en el DNA (22). Se han llevado a cabo estudios usando ratones defectivos en p53 que demostraron que la proteína p53 endógena podría participar en la apoptosis. También se observó que p53 era necesaria en la muerte celular inducida por radiación en el timo, pero no en la inducida por glucocorticoides (23,24). Así, el papel de la proteína p53 en la apoptosis está indirectamente unido al daño en el DNA y es dependiente del estímulo (radiación) y del tejido (timocitos). Entre los estímulos que pueden activar a la proteína p53 para promover la apoptosis, se encuentran la hipoxia y los oncogenes mitógenos. Si ocurren mutaciones en alguno de los genes relacionados con el cáncer, pueden suprimir la apoptosis. Por ejemplo, el malfuncionamiento de la ruta del receptor Fas/CD95, que controla el número de células del sistema inmune eliminándolas por apoptosis, puede conducir a desórdenes linfoproliferativos e incluso cáncer (25).
Otra ruta crítica implica la señalización a través de la fosfoinositol-3 (PI-3) kinasa, la cual es activada por Ras y reprimida por el supresor de tumores PTEN. La activación de Ras y la pérdida de PTEN son usuales en tumores humanos (26).
Hay una variedad de señales que disparan la apoptosis. Entre los desencadenantes extracelulares se incluyen la depleción de factores de crecimiento, hipoxia, radiación y pérdida de interacción célula-matriz. Entre los internos están el daño en el DNA producido por defectos en los puntos de control del ciclo celular, por toxinas endógenas, malfuncionamiento de la telomerasa (el enzima encargada de replicar los telómeros) o por señales proliferativas inapropiadas producidas por mutaciones oncogénicas (27). En algunos casos una señal apoptótica contrarresta otra antiapoptótica. Por ejemplo, IGF-I promueve la supervivencia celular a través de la ruta de la PI-3 kinasa, y la depleción de IGF-I u otros factores de crecimiento pueden disparar una "muerte por carencia" (28). En contraste, otros estímulos implican verdaderos factores proapoptóticos; como ejemplo, algunas formas de estrés celular pueden activar a la proteína p53, la cual promueve la apoptosis a través de moléculas como Bax, una proteína proapoptótica de la familia Bcl-2 (20,21,29).
MECANISMOS DE APOPTOSIS
Las rutas de apoptosis mejor conocidas son las que se inician con los "receptores de muerte", incluyendo Fas/CD95 y TNFR1 y 2. La unión del TNF-α (tumoral necrosis factor) con su receptor TNFR1, produce un reclutamiento de moléculas mensajeras TRADD (TNFR Death Domain) a través de interacciones proteicas conocidas como "dominios de la muerte" (Death Domain, DD) intracelulares. Si TRADD recluta a RIP (receptor interacting protein) y al factor asociado a TNFR 2 (TRAF2) se induce la activación del factor nuclear kB (NF-kB), el cual suprime la apoptosis inducida por TNF-α (30). En cambio, el reclutamiento de FADD (Fas-associated death domain) por Fas o por TNFR1 (en este último caso también a través de TRADD) resulta en apoptosis, a través de la activación de la proteasa caspasa-8, iniciando una cascada de proteasas que conducen a la apoptosis (31). Las caspasas son cisteín-proteasas que se expresan como proenzimas inactivas, las cuales se asocian con efectores que permiten su activación y cuya función es cortar selectivamente proteínas por un residuo de aspartato (32,33).
Algunas citocinas o los daños en el DNA son señales para la muerte celular a través de las mitocondrias. Esta ruta es el objetivo de varias mutaciones oncogénicas que afectan al funcionamiento de miembros de la familia Bcl-2. Estos pueden modular la función mitocondrial a través del poro de transición (MPT), cuya apertura, inducida por TNF, conduce a un incremento brusco en la permeabilidad de la membrana mitocondrial al Ca2+, liberando el citocromo-c (34). El citocromo-c citosólico puede interactuar con el factor de activación de proteasas apoptóticas (Apaf-1) y con la procaspasa-9 para iniciar una cascada de proteasas conduciendo a la apoptosis (35-37).
Ciertas moléculas mensajeras alteran la frecuencia con la cual señales proapoptóticas inducen apoptosis. Por ejemplo, citocinas como la IL-6 pueden suprimir la apoptosis inducida por p53 (38).
Por otra parte, la ruta de la PI-3 kinasa está implicada en la supervivencia celular vía receptores de citocinas extracelulares, los cuales activan una cascada de kinasas, implicando a la PI-3 kinasa y conduciendo a la fosforilación e inactivación de moléculas proapoptóticas como Bad (otro miembro de la familia Bcl-2) y de la caspasa-9 (39,40). Por el contrario, el PTEN, que actúa como una lípido-fosfatasa, inactiva los trifosfoinositólidos reprimiendo esta ruta (41,42). Conjuntamente, los mecanismos anteriormente revisados indican, como se resume en la figura 1, que la apoptosis es el fenómeno resultante de la integración de varias señales pro y antiapoptóticas que aumentan o disminuyen la expresión de genes específicos.
RELACIÓN ENTRE H. PYLORI, APOPTOSIS Y PROLIFERACIÓN CELULAR
H. pylori es la principal causa de gastritis crónica y de úlcera péptica, y ha sido clasificado como un carcinógeno de tipo I basándose en evidencias seroepidemiológicas (43-46). H. pylori coloniza la mucosa gástrica adhiriéndose al tejido epitelial, pero sin penetrar en las células epiteliales (47-49). Se ha observado que H. pylori induce la apoptosis en pacientes con úlcera gastroduodenal y gastritis (50-55). Algunos autores han encontrado más de cinco veces incrementado el número de células apoptóticas en pacientes con úlcera duodenal comparado con el que constataron tras erradicar H. pylori (56). En estudios in vitro se ha observado que en líneas celulares tumorales incubadas con H. pylori se induce la apoptosis (57) y la parada del ciclo celular entre las fases G1-S (58).
Tanto la apoptosis como la proliferación celular están aumentadas en las lesiones precancerosas (atrofia, metaplasia y displasia) en presencia de la infección por H. pylori (59). La desregulación de los genes que controlan la apoptosis y por tanto la homeostasis que se mantiene entre la apoptosis y la proliferación celular, puede conducir en última instancia al desarrollo de tumores (60).
El proceso degenerativo de la mucosa gástrica comienza con la inflamación, conduciendo a la destrucción de las glándulas gástricas (atrofia), su reemplazamiento con un epitelio de tipo intestinal (metaplasia intestinal), y su progresión a displasia (la manifestación más temprana de neoplasia visible al microscopio) (61).
Si la mucosa infectada por H. pylori está invadida por infiltrado celular inflamatorio, las glándulas se separan y comprimen, y pueden aparentar una falsa atrofia (61). Por supuesto, cuando las glándulas se destruyen y son sustituidas por otro tejido (epitelio metaplásico o fibroblastos y matriz extracelular) realmente desaparecen (verdadera atrofia) y en ambos casos presentan consecuencias patofisiológicas similares, como la reducción en la producción de ácido, resultando en una hipoclorhidria. Tan sólo la atrofia caracterizada por una metaplasia intestinal y por fibrosis, y por tanto una pérdida verdadera de glándulas, se ha asociado con el desarrollo de cáncer gástrico, pudiendo en el caso de la atrofia aparente llegarse a una regeneración glandular y a la recuperación funcional de la producción de ácido (61).
Otros autores han observado que en lesiones premalignas o carcinoma gástrico, el incremento de la proliferación celular deja de estar asociado con H. pylori en cierto momento, puesto que su erradicación no la revierte (51, 62), sugiriendo que puede estar asociada a una desregulación del crecimiento celular debida a cambios genéticos ocurridos durante la metaplasia intestinal, tales como la activación de protooncogenes como k-ras, la expresión y liberación de gastrina y otros factores de crecimiento celular, y la mutación de genes supresores como p53 (63, 64). Estos péptidos mitógenos, tales como el epithelial growth factor (EGF), el hepatocite growth factor (HGF, responsable de tumores epiteliales y no epiteliales), y el transforming growth factor-α (TGF-α) se sintetizan en la mucosa gástrica, especialmente tras el daño producido por H. pylori, interaccionando con sus receptores de superficie en las células epiteliales e induciendo la expresión de los oncogenes c-myc, c-jun y c-fos, que estimulan el crecimiento celular (65). La mutación de k-ras causa una sobreexpresión de la proteína p53 mutada, seguida de la fosforilación y activación de las MAP-kinasas, provocando el crecimiento tumoral.
La gastrina, sintetizada principalmente por las células G de la mucosa gástrica, es otro factor implicado en la carcinogénesis relacionada con H. pylori. Esta hormona al ser segregada a la luz gástrica en respuesta a la bacteria, puede estimular el crecimiento de H. pylori y a las células G para que secreten más gastrina, bloqueando la expresión del gen p21 (66) -este último regulado por p53 e implicado en la parada del ciclo celular y en la apoptosis- y sobreexpresando la proteína p53 mutada (62). La erradicación de H. pylori en pacientes con cáncer gástrico previa a la cirugía, es seguida de una marcada caída en los niveles de gastrina plasmática, de la gastrina luminal y de la gastrina en el tejido canceroso (67).
El sistema Fas/Fas-Ligando está implicado en la apoptosis inducida por H. pylori en células epiteliales y células de la lámina propia (57,68-70). En un estudio se ha observado que la expresión de mRNA de FasL fue más alta en linfocitos T de pacientes infectados comparada con sujetos sanos, indicando que las células T locales pueden inducir apoptosis a través de Fas/FasL (71). Además, la expresión de mRNA de FasL está también aumentada en células epiteliales gástricas durante la infección por H. pylori, sugiriendo que puede haber también apoptosis inducida por las propias células epiteliales, provocando su propia muerte y la de las células epiteliales vecinas, y no sólo mediada por el FasL de los linfocitos T (69). También se ha observado la interacción entre H. pylori y el complejo principal de histocompatibilidad MHC II como receptor en la inducción de la apoptosis en células gástricas epiteliales (72).
Daño oxidativo producido por H. pylori y apoptosis
Los radicales de oxígeno (ión superóxido y peróxido de hidrógeno) derivados de los neutrófilos activados por la infección de H. pylori, son factores dañinos para la mucosa gástrica (73-78). Se ha descrito una asociación positiva entre la producción de especies reactivas del oxígeno (ROS) y la infección y el daño histológico por H. pylori (79). La protección de las células contra las ROS está inducida por la activación de enzimas secuestradoras de estas especies, tales como la superóxido dismutasa (SOD), la catalasa y la glutatión peroxidasa.
Algunos autores, utilizando la línea celular epitelial AGS, encontraron que si se exponían a ROS en ausencia de H. pylori, reducía la supervivencia celular al 84%. Por otra parte, si dichas células se exponían a ROS tras incubarlas con H. pylori, reducía la supervivencia al 73 y 39% si la cepa era cagA+ o cagA- respectivamente. También midieron la actividad de la SOD, comprobando que era superior en las células incubadas con cepas cagA+ comparada con las cagA-, pero tan sólo estaba aumentada la expresión de la Mn-SOD inducida por citocinas, con un incremento modesto de la CuZn-SOD constitutiva. Igualmente se han descrito unos niveles de actividad más altos de catalasa y glutatión peroxidasa en las cepas cagA+. Este aumento de actividad de las enzimas que suprimen a los agentes que potencialmente pueden causar daños en el DNA tras la exposición a cepas cagA+, es probablemente una de las causas del incremento en la supervivencia de las células tras la exposición a ROS (80).
Usando 8-hidroxiguanidina como marcador del daño oxidativo en el DNA de células de la mucosa gástrica, en los pacientes H. pylori positivos había mayor presencia de guanina hidroxilada en el DNA que en pacientes sin infección por H. pylori (81). Esto indica que el daño producido en el DNA por la infección por H. pylori en las fases tempranas de la gastritis podría provocar su transformación en cáncer gástrico (80).
Por otra parte, la cloramina (NH3Cl) es un agente tóxico oxidante producido en la mucosa gástrica por la invasión por H. pylori. En los neutrófilos, la enzima mieloperoxidasa cataliza la oxidación del cloruro por H2O2 a HClO. Este reacciona con el NH4+ proveniente del metabolismo de H. pylori produciendo NH3Cl (82), el cual es muy tóxico debido a su lipofilicidad y bajo peso molecular, pudiendo atravesar con facilidad la membrana plasmática celular. En estudios in vitro se ha constatado que la tasa de apoptosis y el nivel de condensación de la cromatina se incrementaron significativamente más tras el tratamiento de las células gástricas con NH3Cl que con NH4+ o HClO (83).
Se ha evidenciado la activación del poro MPT y de la caspasa-3 en células expuestas a NH3Cl, liberando el citocromo-c (84), el cual forma un complejo con Apaf-1 y con la procaspasa-9 activándola e iniciando la cascada de activación de caspasas, tales como las caspasas 3, 6 y 7 iniciándose el proceso de apoptosis. Aparte de la NH3Cl, otras moléculas producidas por H. pylori como la citotoxina VacA (85) o el lipopolisacárido, pueden inducir la apoptosis (86).
Citocinas liberadas en respuesta a la infección por H. pylori y la respuesta inflamatoria asociada
La respuesta inflamatoria/inmune del huésped estimulada por H. pylori conduce a la liberación de citocinas producidas por las células Th1, tales como TNF-α, interferón-g (INF-g) o IL-2, que potencian la apoptosis (57,69,72). Esta respuesta está mediada por el sistema Fas (87) y conduce a la activación de las caspasas 3 y 8 tras la fragmentación del DNA, y aumenta la expresión de MHC II y su unión a H. pylori (88). Por el contrario, las citocinas producidas por los Th2, como IL-10, previenen la apoptosis (89).
Regulación del gen IL-8
La IL-8 es una citocina quimiotáctica activadora de linfocitos y neutrófilos, secretada por las células gastrointestinales epiteliales en respuesta a infecciones bacterianas (90), estableciendo un gradiente quimiotáctico hacia la superficie epitelial.
El gen IL-8 humano contiene varios sitios de unión dentro de su promotor, uno para el NF-kB y junto a este locus hay otros dos para la unión de las proteínas c-Fos y c-Jun, que al unirse forman el factor de transcripción AP-1. NF-kB es un factor de transcripción citoplásmico, cuya activación y regulación están estrechamente reguladas por una familia de proteínas llamadas IkB, unidas no covalentemente a NF-kB, las cuales previenen su traslocación al núcleo. A través de moléculas señalizadoras como TNF-α, se llega a la fosforilación de IkBa y de IkBa, y a la degradación proteosómica de IkBa, liberándose el NF-kB, el cual migra hasta el núcleo donde regula la expresión de varios genes, incluyendo los implicados en la inflamación y en la supervivencia celular (91). Existen dos kinasas inducibles, IkB kinasa-aα e IkB kinasa-bß (IKK-α e IKK-ß), que fosforilan a IkBb en respuesta a citocinas proinflamatorias (92) y estas a su vez son fosforiladas y activadas por la kinasa inductora de NF-kB (NIK), activada a su vez a través de proteínas asociadas a los receptores de TNF-α e IL-1 (93), TRAF2 y TRAF6 respectivamente. Puesto que la estimulación de NF-kB no requiere síntesis proteica, permite una acción efectiva sobre sus genes diana, como IL-8 (91).
La activación de NF-kB es seguida de un incremento en la expresión del mRNA y de la proteína IL-8 (94,95). La habilidad de H. pylori para activar NF-kB in vitro ha sido corroborada in vivo, ya que NF-kB activado está presente en células epiteliales de pacientes infectados (95). Las proteínas kinasas activadas por mitógenos (MAPK) son mediadoras en la activación de NF-kB dependiente de H. pylori y en la expresión de IL-8. La transducción de señales ocurre a través de una cascada de fosforilaciones de las kinasas MAPK: kinasas reguladas por señales extracelulares 1 y 2 (ERK1/2), p38 y la kinasa aminoterminal c-Jun (JNK). Ya que las MAPK activan tanto a NF-kB como a AP-1, y el gen IL-8 tiene dominios de unión para ambos, se ha investigado y demostrado que la activación de NF-kB no es suficiente para la expresión de IL-8, siendo necesaria la intervención de AP-1 (96).
La activación de ERK por una MAPK kinasa (MEKK1) lleva a la fosforilación de Elk-1 y esta junto con JNK, permite la transcripción de c-fos y c-jun, cuyos productos forman el AP-1. Parece que MEKK1 y NIK pueden cada una activar las IkB, fosforilándolas y liberando el NF-kB (92,93).
Relación entre el genotipo de H. pylori y su patogeneicidad
Se ha observado que las cepas cagA+ de H. pylori inducen elevados niveles de inflamación, y una gastritis más intensa que las cagA-, además de un riesgo mayor de padecer cáncer gástrico o úlcera péptica, además de provocar una mayor proliferación celular comparadas con las cagA- (56, 91,97). Se ha comprobado que las cepas cagA+ aumentan notablemente la expresión de IL-8, induciendo por tanto una respuesta inflamatoria más acentuada, mayor que la provocada por las cagA- (91). Se ha observado que al exponer cultivos de células a cepas cagA+ causan un aumento inicial en la expresión de las proteínas p53 y p21, seguido de un descenso, mientras que las cagA- estimulan un aumento continuado (98). Además, la expresión de Bcl-2 está aumentada en células expuestas a cepas cagA+ y disminuida en cepas cagA- (98). Por tanto, en cepas cagA+ parece aumentar inicialmente la apoptosis, disminuyendo posteriormente, y se mantiene un incremento persistente de la proliferación celular. En este sentido, se ha sugerido que las cepas cagA- producen principalmente apoptosis, mientras que la proliferación se correlacionaría con cepas cagA+ (56).
Sin embargo, otros autores discrepan de estas observaciones y han comprobado que ambas cepas provocan apoptosis sin diferencias significativas entre ellas (58,99,100). Algunos autores han investigado en cultivos celulares la apoptosis inducida por H. pylori cagA+, y han encontrado un incremento en la expresión de Bax, una proteína proapoptótica de la familia de Bcl-2, y una supresión de la expresión de Bcl-2 antiapoptótica (101).
Por otra parte, se ha observado que H. pylori posee el sistema de secreción tipo IV, el cual es capaz de traslocar un factor bacteriano dentro de las células epiteliales que activa a NF-kB y/o a las MAP-kinasas, con la consiguiente inducción de IL-8 (91). Está demostrado que existe una fosforilación de la proteína CagA en la célula epitelial tras el contacto con H. pylori (79,102,103). Datos recientes indican que la CagA-fosforilada induce cambios en el citoesqueleto tales como la polimerización de filamentos de actina (91,104).
Sin embargo la disrupción de cagA no afecta a la activación de NF-kB, de las MAP-kinasas o de IL-8 (94,105,106), indicando que debe haber algún otro factor inyectado en la célula huésped.
Cambios en la expresión de enzimas relacionadas con la inflamación causada por la infección por H. pylori
Las enzimas ciclooxigenasas (COX) catalizan la conversión de ácido araquidónico a prostanoides como la prostaglandina E2 (PGE2), los cuales protegen la mucosa gástrica de la apoptosis, aumentando la proliferación celular (107,108). Existen dos isoenzimas: COX-1 y COX-2, la primera es constitutiva y la segunda es inducible en casos de lesión y media, entre otros procesos, en la inflamación (107-110).
Los antiinflamatorios no esteroides (AINE) se encuentran entre los fármacos más utilizados. Los AINE clásicos o no específicos inhiben ambas isoformas de COX, por lo que su efecto beneficioso se asocia en mayor o menor grado a la inducción de lesiones en el tracto digestivo (111).
Por otra parte, la relación entre los AINE y la infección por H. pylori no está aclarada, habiéndose postulado desde una relación sinérgica, pasando por una independencia absoluta, hasta una relación antagónica sobre la mucosa gastroduodenal (112).
Se ha demostrado que las células del tracto gastrointestinal, tales como macrófagos, neutrófilos, miofibroblastos y células endoteliales expresan COX-2 en situaciones de inflamación (107,113-115). En concreto, se ha observado cómo la gastritis debida a H. pylori induce su expresión, dependiendo del tipo de cepa bacteriana (113,115-123), lo que podría explicar en parte el distinto potencial patogénico (123,124). Se ha comprobado que la infección por cepas H. pylori cagA+ puede sobreexpresar COX-2 en pacientes con cáncer gástrico (123). Además, algunos estudios han demostrado que la erradicación del microorganismo se asocia con un descenso en la expresión gástrica de COX-2 (116,121,125).
Se ha demostrado que otra molécula, el óxido nítrico (NO), contribuye a la protección de la mucosa gástrica aumentando el flujo sanguíneo e inhibiendo la adhesión de leucocitos al endotelio (126). En la mucosa gástrica normal no existe enzima NO sintetasa inducible (iNOS), pero su expresión aumenta en pacientes con gastritis debida a H. pylori (116).
Tanto la iNOS como la COX-2 son inducidas por citocinas, tales como la IL-1ß, TNF-α o el INF-g, ésteres de forbol y factores de crecimiento en general, además de los lipopolisacáridos bacterianos (127-129). Se ha comprobado que la inducción de IL-1ß por productos bacterianos estimula la síntesis de PG en el diversos tejidos (130), aunque también se ha observado su incremento en sujetos sin signos clínicos de infección (131). Se ha demostrado que células tratadas con IL-1b muestran una degradación y una subsiguiente reaparición del inhibidor de NF-kB, la proteína IkBα, sugiriendo que el tratamiento con IL-1ß activa a NF-kB (132).
Por otra parte, se ha investigado en experimentos in vitro el efecto de la mutación en p53 sobre la expresión de COX-2 y sobre la producción de PGE2, encontrándose que las células con p53 salvaje (wild type) producen un 90% menos de PGE2 que las células con p53 mutada, además de suprimir completamente la expresión de COX-2 (133). La proteína p53 salvaje también bloquea la inducción por ésteres de forbol de la actividad del promotor de COX-2 (133).
Es destacable que el NO es mutagénico (134,135), y sus metabolitos, como las nitrosaminas, están implicadas en la carcinogénesis gástrica (136). También los productos de la COX-2 han mostrado ser mutagénicos (137) y cancerígenos (138,139). Se han identificado varios sitios de unión para factores de transcripción dentro del promotor del gen COX-2, incluyendo dos para NF-kB, los cuales regulan la trascripción de COX-2 (132).
Se ha comprobado que el nivel de expresión de ambos genes es más alto en tejidos de pacientes con gastritis e infección concomitante por H. pylori que en tejidos de pacientes con gastritis pero sin la infección por H. pylori, mientras que el nivel de la isoforma constitutiva de la ciclooxigenasa COX-1 era aproximadamente igual en todos los tejidos (116). En concordancia con el hecho de que la colonización por H. pylori es mayor en el antro que en el cuerpo gástrico (140,141), se ha comprobado que el nivel de expresión tanto de la iNOS como de la COX-2 es también considerablemente más elevado en el antro. Sin embargo, es interesante destacar que en un estudio reciente, el nivel de inflamación no fue significativamente más alto en el antro que en el cuerpo, sugiriendo un efecto directo de H. pylori en la inducción de la expresión de ambos genes (116).
CONCLUSIONES
En resumen se pueden extraer una serie de conclusiones que se exponen a continuación:
-La apoptosis es un proceso de muerte celular programada, genéticamente controlado, que puede verse alterado por numerosos factores, entre los cuales se encuentran el estrés oxidativo, la radiación ionizante, la hipoxia, etc., que pueden conducir en último término a mutaciones en oncogenes reguladores del proceso de apoptosis/proliferación celular, las cuales pueden desequilibrar la homeostasis gástrica y conducir al desarrollo de procesos tumorales.
-Otro de los factores que pueden alterar el equilibrio entre la apoptosis y la proliferación, concretamente en la mucosa gástrica, es la infección por H. pylori. El resultado puede ser una tasa de apoptosis desmesuradamente elevada, lo cual puede conducir a procesos de gastritis o úlceras, o bien producir un aumento en la proliferación celular junto con una disminución de la apoptosis, lo cual puede conducir potencialmente hasta un proceso de metaplasia, displasia y finalmente a un adenocarcinoma.
-Por último, no está completamente aclarada la relación entre el genotipo de las cepas de H. pylori y su potencial patogénico, si bien algunos trabajos evidencian, por una parte, una asociación entre las cepas cagA+, una disminución de la apoptosis y el desarrollo de procesos neoplásicos y, por otra parte, una asociación entre las cepas cagA- y una tasa apoptótica más elevada comparada con tejidos sanos. Por el contrario, otros autores llegan a conclusiones opuestas, al no demostrar diferencias en la tasa de apoptosis entre las cepas de H. pylori cagA+ y cagA-, o evidenciar que son precisamente las cagA+ las que provocan una tasa apoptótica más elevada, por lo que esta relación continúa representando un tema muy controvertido.
AGRADECIMIENTOS
Esta revisión ha sido realizada en parte gracias a una beca concedida por el Instituto de Salud Carlos III (03/02).
BIBLIOGRAFÍA
1. Kerr JF, Wyllie AH, Currie AR. Apoptosis: a basic biological phenomenon with wide-ranging implications in tissue kinetics. Br J Cancer 1972; 26: 239-57. [ Links ]
2. Kerr JF, Winterford CM, Harmon BV. Apoptosis. Its significance in cancer and cancer therapy. Cancer 1994; 73: 2013-26. [ Links ]
3. Fukuda T, Wang H, Nakanishi H, Yamamoto K, Kosaka T. Novel non-apoptotic morphological changes in neurons of the mouse hippocampus following transient hypoxic-ischemia. Neurosci Res 1999; 33: 49-55. [ Links ]
4. Thompson CB. Apoptosis in the pathogenesis and treatment of disease. Science 1995; 267: 1456-62. [ Links ]
5. Linke SP, Clarkin KC, Di Leonardo A, Tsou A, Wahl GM. A reversible, p53-dependent G0/G1 cell cycle arrest induced by ribonucleotide depletion in the absence of detectable DNA damage. Genes Dev 1996; 10: 934-47. [ Links ]
6. Lin AW, Barradas M, Stone JC, van Aelst L, Serrano M, Lowe SW. Premature senescence involving p53 and p16 is activated in response to constitutive MEK/MAPK mitogenic signaling. Genes Dev 1998; 12: 3008-19. [ Links ]
7. Serrano M, Lin AW, McCurrach ME, Beach D, Lowe SW. Oncogenic ras provokes premature cell senescence associated with accumulation of p53 and p16INK4a. Cell 1997; 88: 593-602. [ Links ]
8. Zhu J, Woods D, McMahon M, Bishop JM. Senescence of human fibroblasts induced by oncogenic Raf. Genes Dev 1998; 12: 2997-3007. [ Links ]
9. Wynford-Thomas D. Cellular senescence and cancer. J Pathol 1999; 187: 100-11. [ Links ]
10. Nardone G, Staibano S, Rocco A, Mezza E, D'Armiento FP, Insabato L, et al. Effect of Helicobacter pylori infection and its eradication on cell proliferation, DNA status, and oncogene expression in patients with chronic gastritis. Gut 1999; 44: 789-99. [ Links ]
11. Baldini L, Pretolani S, Bonvicini F, Miglio F, Epifanio G, Gentiloni Silveri N, et al. Effect of Helicobacter pylori infection, age and epithelial cell turnover in a general population at high risk for gastric cancer. Panminerva Med 1999; 41: 187-92. [ Links ]
12. Vaux DL, Cory S, Adams JM. Bcl-2 gene promotes haemopoietic cell survival and cooperates with c-myc to immortalize pre-B cells. Nature 1988; 335: 440-2. [ Links ]
13. McDonnell TJ, Deane N, Platt FM, Nunez G, Jaeger U, McKearn JP, et al. bcl-2-immunoglobulin transgenic mice demonstrate extended B cell survival and follicular lymphoproliferation. Cell 1989; 57: 79-88. [ Links ]
14. Hockenbery D, Nunez G, Milliman C, Schreiber RD, Korsmeyer SJ. Bcl-2 is an inner mitochondrial membrane protein that blocks programmed cell death. Nature 1990; 348: 334-6. [ Links ]
15. Strasser A, Harris AW, Bath ML, Cory S. Novel primitive lymphoid tumours induced in transgenic mice by cooperation between myc and bcl-2. Nature 1990; 348: 331-3. [ Links ]
16. Reed JC. Bcl-2 family proteins. Oncogene 1998; 17: 3225-36. [ Links ]
17. Nakamura T, Nomura S, Skai T. Expression of Bcl-2 oncoprotein in gastrointestinal and uterine carcinomas and their premalignant lesions. Hum Pathol 1997; 28: 309-15. [ Links ]
18. Wallace-Brodeur RR, Lowe SW. Clinical implications of p53 mutations. Cell Mol Life Sci 1999; 55: 64-75. [ Links ]
19. Soengas MS, Alarcon RM, Yoshida H, Giaccia AJ, Hakem R, Mak TW, et al. Apaf-1 and caspase-9 in p53-dependent apoptosis and tumor inhibition. Science 1999; 284: 156-9. [ Links ]
20. Yin C, Knudson CM, Korsmeyer SJ, Van Dyke T. Bax suppresses tumorigenesis and stimulates apoptosis in vivo. Nature 1997; 369: 637-40. [ Links ]
21. McCurrach ME, Connor TM, Knudson CM, Korsmeyer SJ, Lowe SW. bax-deficiency promotes drug resistance and oncogenic trnasformation by attenuating p53-dependent apoptosis. Proc Natl Acad Sci 1997; 94: 2345-9. [ Links ]
22. Sigal A, Rotter V. Oncogenic Mutations of the p53 Tumor Suppressor: The Demons of the Guardian of the Genome. Cancer Res 2000; 60: 6788-93. [ Links ]
23. Lowe SW, Schmitt EM, Smith SW, Osborne BA, Jacks T. p53 is required for radiation-induced apoptosis in mouse thymocytes. Nature 1993; 362: 847-9. [ Links ]
24. Clarke AR, Purdie CA, Harrison DJ, Morris RG, Bird CC, Hooper ML, et al. Thymocyte apoptosis induced by p53-dependent and independent pathways. Nature 1993; 362: 849-52. [ Links ]
25. Beltinger C, Bohler T, Schrappe M, Ludwig WD, Debatin KM. The role of CD95 (APO-1/Fas) mutations in lymphoproliferative and malignant lymphatic diseases. Klin Padiatr 1998; 210: 153-8. [ Links ]
26. Cantley LC, Neel BG. New insights into tumos suppression: PTEN suppresses tumor formation by restraining the phosphoinositide 3-kinase/Akt pathway. Proc Natl Acad Sci 1999; 96: 4240-5. [ Links ]
27. Lowe SW, Lin AW. Apoptosis in cancer. Carcinogenesis 1999; 21: 485-95. [ Links ]
28. Raff MC. Social controls in cell survival and cell death. Nature 1992; 356: 397-400. [ Links ]
29. Miyashita T, Reed JC. Tumor suppressor p53 is a direct transcription activator of the bax human gene. Cell 1995; 80: 293-9. [ Links ]
30. Takeuchi M, Rothe M, Goeddel DV. Anatomy of TRAF2. Distinct domains for nuclear factor-kappaB activation and association with tumor necrosis factor signaling proteins. J Biol Chem 1996; 271: 19935-42. [ Links ]
31. Kuwano K, Hara N. Signal transduction pathways of apoptosis and inflammation induced by the tumor necrosis factor receptor family. Am J Respir Cell Mol Biol 2000; 22: 147-9. [ Links ]
32. Muzio M, Stockwell BR, Stennicke HR, Salvesen GS, Dixit VM. An induced proximity model for caspase-8 activation. J Biol Chem 1998; 273: 2926-30. [ Links ]
33. Hu Y, Benedict MA, Wu D, Inohara N, Nunez G. Bcl-XL interacts with Apaf-1 and inhibits Apaf-1-dependent caspase-9 activation. Proc Natl Acad Sci U S A 1998; 95: 4386-91. [ Links ]
34. Green DR, Reed JC. Mitochondria and apoptosis. Science 1998; 281: 1309-12. [ Links ]
35. Srinivasula SM, Ahmad M, Fernandes-Alnemri T, Alnemri ES. Autoactivation of procaspase-9 by Apaf-1-mediated oligomerization. Mol Cell 1998; 1: 949-57. [ Links ]
36. Zou H, Henzel WJ, Liu X, Lutschg A, Wang X. Apaf-1, a human protein homologous to C. elegans CED-4, participates in cytochrome c-dependent activation of caspase-3. Cell 1997; 90: 405-13. [ Links ]
37. Li P, Nijhawan D, Budihardjo I, Srinivasula SM, Ahmad M, Alnemri ES, et al. Cytochrome c and dATP-dependent formation of Apaf-1/caspase-9 complex initiates an apoptotic protease cascade. Cell 1997; 91: 479-89. [ Links ]
38. Yonish-Rouach E, Resnitzky D, Lotem J, Sachs L, Kimchi A, Oren M. Wild-type p53 induces apoptosis of myeloid leukaemic cells that is inhibited by interleukin-6. Nature 1991; 352: 345-7. [ Links ]
39. del Peso L, Gonzalez-Garcia M, Page C, Herrera R, Nunez G. Interleukin-3-induced phosphorilation of Bad through the protein kinase Akt. Science 1997; 278: 687-9. [ Links ]
40. Cardone MH, Roy N, Stennicke HR, Salvesen GS, Franke TF, Stanbridge E, et al. Regulation of cell death protease caspase-9 by phosphorilation. Science 1998; 282: 1318-21. [ Links ]
41. Myers MP, Pass I, Batty IH, Van der Kaay J, Stolarov JP, Hemmings BA, et al. The lipid phosphatase activity of PTEN its critical for its tumor suppression function. Proc Natl Acad Sci 1998; 95: 13513-8. [ Links ]
42. Maehama T, Dixon JE. PTEN: a tumour suppressor that functions as a phospholipid phosphatase. Trends Cell Biol 1999; 9: 125-8. [ Links ]
43. NIH Consensus Conference. Helicobacter pylori in peptic ulcer disease. NIH consensus development panel. JAMA 1994; 272: 65-9. [ Links ]
44. Parsonnet J, Friedman GD, Vandersteen DP, Chang Y, Vogelman JH, Orentreich N, et al. Helicobacter pylori infection and the risk of gastric carcinoma. N Engl J Med 1991; 325: 1127-31. [ Links ]
45. Forman D. Helicobacter pylori and gastric cancer. Scand J Gastroenterol Suppl 1996; 220: 23-6. [ Links ]
46. Cover TL, Krishna US, Israel DA, Peek RM, Jr. Induction of gastric epithelial cell apoptosis by Helicobacter pylori vacuolating cytotoxin. Cancer Res 2003; 63: 951-7. [ Links ]
47. Chen XG, Correa P, Offerhaus J, Rodriguez E, Janney F, Hoffmann E, et al. Ultrastructure of the gastric mucosa harboring Campylobacter-like organisms. Am J Clin Pathol 1986; 86: 575-82. [ Links ]
48. Hessey SJ, Spencer J, Wyatt JI, Sobala G, Rathbone BJ, Axon AT, et al. Bacterial adhesion and disease activity in Helicobacter associated chronic gastritis. Gut 1990; 31: 134-8. [ Links ]
49. Kazi JL, Sinniah R, Zaman V, Ng ML, Jafarey NA, Alam SM, et al. Ultrastructural study of Helicobacter pylori-associated gastritis. J Pathol 1990; 161: 65-70. [ Links ]
50. Harvard TJ, Sarsfield P, Wotherspoon AC. Increased gastric epithelial cell proliferation in Helicobacter pylori-associated follicular gastritis. J Clin Pathol 1996; 49: 68-71. [ Links ]
51. Cahill RJ, Xia H, Kilgallen C, Beattie S, Hamilton H, O'Morain C. Effect of eradication of Helicobacter pylori infection on gastric epithelial cell proliferation. Dig Dis Sci 1995; 40: 1627-31. [ Links ]
52. Cahill RJ, Kilgallen C, Beattie S, Hamilton H, O'Morain C. Gastric epithelial cell kinetics in the progression from normal mucosa to gastric carcinoma. Gut 1996; 38: 177-81. [ Links ]
53. Lynch DA, Mapstone NP, Clarke AM, Sobala GM, Jackson P, Morrison L, et al. Cell proliferation in Helicobacter pylori associated gastritis and the effect of eradication therapy. Gut 1995; 36: 346-50. [ Links ]
54. Fraser AG, Sim R, Sankey EA, Dhillon AP, Pounder RE. Effect of eradication of Helicobacter pylori on gastric epithelial cell proliferation. Aliment Pharmacol Ther 1994; 8: 167-73. [ Links ]
55. Brenes F, Ruiz B, Correa P, Hunter F, Rhamakrishnan T, Fontham E, et al. Helicobacter pylori causes hyperproliferation of the gastric epithelium: pre- and post-eradication indices of proliferating cell nuclear antigen. Am J Gastroenterol 1993; 88: 1870-5. [ Links ]
56. Peek RM, Jr., Moss SF, Tham KT, Perez-Perez GI, Wang S, Miller GG, et al. Helicobacter pylori cagA+ strains and dissociation of gastric epithelial cell proliferation from apoptosis. J Natl Cancer Inst 1997; 89: 863-8. [ Links ]
57. Wagner S, Beil W, Westermann J, Logan RP, Bock CT, Trautwein C, et al. Regulation of gastric epithelial cell growth by Helicobacter pylori: offdence for a major role of apoptosis. Gastroenterology 1997; 113: 1836-47. [ Links ]
58. Shirin H, Sordillo EM, Oh SH, Yamamoto H, Delohery T, Weinstein IB, et al. Helicobacter pylori inhibits the G1 to S transition in AGS gastric epithelial cells. Cancer Res 1999; 59: 2277-81. [ Links ]
59. Fukui H, Franceschi F, Penland RL, Sakai T, Sepulveda AR, Fujimori T, et al. Effects of Helicobacter pylori infection on the link between regenerating gene expression and serum gastrin levels in Mongolian gerbils. Lab Invest 2003; 83: 1777-86. [ Links ]
60. Xia HH, Talley NJ. Apoptosis in Gastric Epithelium Induced by Helycobacter pylori Infection: Implications in Gastric Carcinogenesis. Am J Gastroenterol 2001; 96: 16-26. [ Links ]
61. Genta RM. Helicobacter pylori, inflammation, mucosal damage, and apoptosis: pathogenesis and definition of gastric atrophy. Gastroenterology 1997; 113: S51-5. [ Links ]
62. Ierardi E, Francavilla A, Balzano T, Traversa A, Principi M, Monno RA, et al. Effect of Helicobacter pylori eradication on gastric epithelial proliferation. Relationship with ras oncogene p21 expression. Ital J Gastroenterol Hepatol 1997; 29: 214-9. [ Links ]
63. Konturek PC, Konturek SJ, Pierzchalski P, Bielanski W, Duda A, Marlicz K, et al. Cancerogenesis in Helicobacter pylori infected stomach-role of growth factors, apoptosis and cyclooxygenases. Med Sci Monit 2001; 7: 1092-107. [ Links ]
64. Jorge O, Cuello Carrion FD, Jorge A, Ciocca DR. La infección por Helicobacter pylori afecta a la expresión de PCNA, p53, c-erbB-2 y Bcl-2 en la mucosa gástrica humana. Rev Esp Enferm Dig 2003; 95: 89-96. [ Links ]
65. Cutry AF, Kinniburgh AJ, Krabak MJ, Hui SW, Wenner CE. Induction of c-fos and c-myc proto-oncogene expression by epidermal growth factor and transforming growth factor alpha is calcium-independent. J Biol Chem 1989; 264: 19700-5. [ Links ]
66. Konturek SJ, Konturek PC, Hartwich A, Hahn EG. Helicobacter pylori infection and gastrin and cyclooxygenase expression in gastric and colorectal malignancies. Regul Pept 2000; 93: 13-9. [ Links ]
67. Konturek PC, Hartwich A, Zuchowicz M, Labza H, Pierzchalski P, Karczewska E, et al. Helicobacter pylori, gastrin and cyclooxygenases in gastric cancer. J Physiol Pharmacol 2000; 51: 737-49. [ Links ]
68. Jones NL, Day AS, Jennings HA, Sherman PM. Helicobacter pylori induces gastric epithelial cell apoptosis in association with increased Fas receptor expression. Infect Immun 1999; 67: 4237-42. [ Links ]
69. Rudi J, Kuck D, Strand S, von Herbay A, Mariani SM, Krammer PH, et al. Involvement of the CD95 (APO-1/Fas) receptor and ligand system in Helicobacter pylori-induced gastric epithelial apoptosis. J Clin Invest 1998; 102: 1506-14. [ Links ]
70. Wang J, Fan X, Brook EG. Gastric T cells damage the epithelium during H. pylori infection through interactions between Fas receptor and Fas ligand. Gastroenterology 1999; 116: A842 (abstract). [ Links ]
71. Fan XJ, Chua A, Shahi CN, McDevitt J, Keeling PW, Kelleher D. Gastric T lymphocyte responses to Helicobacter pylori in patients with H pylori colonisation. Gut 1994; 35: 1379-84. [ Links ]
72. Fan X, Crowe SE, Behar S. The Effect of Class II Major Histocompatibility Complex Expression on Adherence of Helicobacter pylori and Induction of Apoptosis in Gastric Epithelial Cells: A Mechanism for T Helper Cell Type 1-mediated Damage. J Exp Med 1998; 187: 1659-69. [ Links ]
73. Davies GR, Simmonds NJ, Stevens TR, Sheaff MT, Banatvala N, Laurenson IF, et al. Helicobacter pylori stimulates antral mucosal reactive oxygen metabolite production in vivo. Gut 1994; 35: 179-85. [ Links ]
74. Suzuki H, Miura S, Suzuki M, Terada S, Nakamura M, Tsuchiya M. Gastric mucosal injury: microcirculation and Helicobacter pylori. Keio J Med 1994; 43: 1-8. [ Links ]
75. Suzuki H, Miura S, Imaeda H, Suzuki M, Han JY, Mori M, et al. Enhanced levels of chemiluminescence and platelet activating factor in urease-positive gastric ulcers. Free Radic Biol Med 1996; 20: 449-54. [ Links ]
76. Suzuki H, Suzuki M, Mori M, Kitahora T, Yokoyama H, Miura S, et al. Augmented levels of gastric mucosal leucocyte activation by infection with cagA gene-positive Helicobacter pylori. J Gastroenterol Hepatol 1998; 13: 294-300. [ Links ]
77. Suzuki H, Mori M, Seto K, Kai A, Kawaguchi C, Suzuki M, et al. Helicobacter pylori-associated gastric pro- and antioxidant formation in Mongolian gerbils. Free Radic Biol Med 1999; 26: 679-84. [ Links ]
78. Suzuki H, Yanaka A, Shibahara T, Matsui H, Nakahara A, Tanaka N, et al. Ammonia-induced apoptosis is accelerated at higher pH in gastric surface mucous cells. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol 2002; 283: G986-95. [ Links ]
79. Asahi M, Azuma T, Ito S, Ito Y, Suto H, Nagai Y, et al. Helicobacter pylori CagA protein can be tyrosine phosphorylated in gastric epithelial cells. J Exp Med 2000; 191: 593-602. [ Links ]
80. Smoot DT, Elliott TB, Verspaget HW, Jones D, Allen CR, Vernon KG, et al. Influence of Helicobacter pylori on reactive oxygen-induced gastric epithelial cell injury. Carcinogenesis 2000; 21: 2091-5. [ Links ]
81. Baik SC, Youn HS, Chung MH, Lee WK, Cho MJ, Ko GH, et al. Increased oxidative DNA damage in Helicobacter pylori-infected human gastric mucosa. Cancer Res 1996; 56: 1279-82. [ Links ]
82. Suzuki H, Seto K, Mori M, Suzuki M, Miura S, Ishii H. Monochloramine induced DNA fragmentation in gastric cell line MKN45. Am J Physiol 1998; 275: G712-6. [ Links ]
83. Suzuki H, Mori M, Suzuki M, Sakurai K, Miura S, Ishii H. Extensive DNA damage induced by monochloramine in gastric cells. Cancer Lett 1997; 115: 243-8. [ Links ]
84. Suzuki H, Nagahashi S, Seto K, Mori M. Mitochondrial permeability transition and caspase-3 activation in monochloramine(NH2Cl) induced gastric epithelial apoptosis. Gastroenterology 1999; 116: A512 (abstract). [ Links ]
85. Hou P, Tu ZX, Xu GM, Gong YF, Ji XH, Li ZS. Helicobacter pylori vacA genotypes and cagA status and their relationship to associated diseases. World J Gastroenterol 2000; 6: 605-7. [ Links ]
86. Piotrowski J, Skrodzka D, Slomiany A, Slomiany BL. Helicobacter pylori lipopolysaccharide induces gastric epithelial cells apoptosis. Biochem Mol Biol Int 1996; 40: 597-602. [ Links ]
87. Houghton J, Korah RM, Condon MR, Kim KH. Apoptosis in Helicobacter pylori-associated gastric and duodenal ulcer disease is mediated via the Fas antigen pathway. Dig Dis Sci 1999; 44: 465-78. [ Links ]
88. Fan X, Gunasena H, Cheng Z. Helicobacter pylori Urease Binds to Class II MHC on Gastric Epithelial Cells and Induces Their Apoptosis. J Immunol 2000; 165: 1918-24. [ Links ]
89. Luthra S, Fan X, Song F, Wang J. IL-10 prevents induction of apoptosis of gastric epithelial cells by H. pylori and interferon-gamma. Gastroenterology 1997; 116: A818 (abstract). [ Links ]
90. Eckmann L, Kagnoff MF, Fierer J. Epithelial cells secrete the chemokine interleukin-8 in response to bacterial entry. Infect Immun 1993; 61: 4569-74. [ Links ]
91. Peek RM. Helicobacter pylori strain-specific activation of signal transduction cascades related to gastric inflammation. Am J Gastrointest Liver Physiol 2001; 280: G525-G530. [ Links ]
92. Mercurio F, Zhu H, Murray BW, Shevchenko A, Bennett BL, Li J, et al. IKK-1 and IKK-2: cytokine-activated IkappaB kinases essential for NF-kappaB activation. Science 1997; 278: 860-6. [ Links ]
93. Malinin NL, Boldin MP, Kovalenko AV, Wallach D. MAP3K-related kinase involved in NF-kappaB induction by TNF, CD95 and IL-1. Nature 1997; 385: 540-4. [ Links ]
94. Sharma SA, Tummuru MK, Blaser MJ, Kerr LD. Activation of IL-8 gene expression by Helicobacter pylori is regulated by transcription factor nuclear factor-kappa B in gastric epithelial cells. J Immunol 1998; 160: 2401-7. [ Links ]
95. Keates S, Hitti YS, Upton M, Kelly CP. Helicobacter pylori infection activates NF-kappa B in gastric epithelial cells. Gastroenterology 1997; 113: 1099-109. [ Links ]
96. Aihara M, Tsuchimoto D, Takizawa H, Azuma A, Wakebe H, Ohmoto Y, et al. Mechanisms involved in Helicobacter pylori-induced interleukin-8 production by a gastric cancer cell line, MKN45. Infect Immun 1997; 65: 3218-24. [ Links ]
97. Ashktorab H, Allen CR, Reeves B. Regulation of apoptosis by differential expression of walf1, p53 and bcl-2 in gastric cells exposed to H. pylori. Gastroenterology 1997; 112: A534 (abstract). [ Links ]
98. Ashktorab H, Frank S, Khaled AR, Durum SK, Kifle B, Smoot DT. Bax translocation and mitochondrial fragmentation induced by Helicobacter pylori. Gut 2004; 53: 805-13. [ Links ]
99. Li H, Mellgard B, Helander HF. Inoculation of VacA- and CagA- Helicobacter pylori delays gastric ulcer healing in the rat. Scand J Gastroenterol 1997; 32: 439-44. [ Links ]
100. Li H, Kalies I, Mellgard B, Helander HF. A rat model of chronic Helicobacter pylori infection. Studies of epithelial cell turnover and gastric ulcer healing. Scand J Gastroenterol 1998; 33: 370-8. [ Links ]
101. Konturek PC, Pierzchalski P, Konturek SJ, Meixner H, Faller G, Kirchner T, et al. Helicobacter pylori induces apoptosis in gastric mucosa through an upregulation of Bax expression in humans. Scand J Gastroenterol 1999; 34: 375-83. [ Links ]
102. Stein M, Rappuoli R, Covacci A. Tyrosine phosphorylation of the Helicobacter pylori CagA antigen after cag-driven host cell translocation. Proc Natl Acad Sci U S A 2000; 97: 1263-8. [ Links ]
103. Odenbreit S, Puls J, Sedlmaier B, Gerland E, Fischer W, Haas R. Translocation of Helicobacter pylori CagA into gastric epithelial cells by type IV secretion. Science 2000; 287: 1497-500. [ Links ]
104. Segal ED, Cha J, Lo J, Falkow S, Tompkins LS. Altered states: involvement of phosphorylated CagA in the induction of host cellular growth changes by Helicobacter pylori. Proc Natl Acad Sci U S A 1999; 96: 14559-64. [ Links ]
105. Keates S, Keates AC, Warny M, Peek RM, Jr., Murray PG, Kelly CP. Differential activation of mitogen-activated protein kinases in AGS gastric epithelial cells by cag+ and cag- Helicobacter pylori. J Immunol 1999; 163: 5552-9. [ Links ]
106. Tummuru MK, Sharma SA, Blaser MJ. Helicobacter pylori picB, a homologue of the Bordetella pertussis toxin secretion protein, is required for induction of IL-8 in gastric epithelial cells. Mol Microbiol 1995; 18: 867-76. [ Links ]
107. Gisbert JP, Pajares JM. Ciclooxigenasa-2 (COX-2), Helicobacter pylori y cáncer gástrico. Med Clin (Barc) 2003; 120: 189-93. [ Links ]
108. Gisbert JP, Pajares JM. Ciclooxigenasa-2 (COX-2) y lesiones gastroduodenales. ¿Alguna relación con Helicobacter pylori? Una revisión sistemática. Med Clin (Barc) 2003; 120: 550-8. [ Links ]
109. Lanas A, Martin-Mola E, Ponce J, Navarro F, Pique JM, Blanco FJ. Clinical strategy to prevent the gastrointestinal adverse effects of nonsteroidal anti-inflammatory agents. Gastroenterol Hepatol 2003; 26: 485-502. [ Links ]
110. Halter F, Tarnawski AS, Schmassmann A, Peskar BM. Cyclooxygenase 2-implications on maintenance of gastric mucosal integrity and ulcer healing: controversial issues and perspectives. Gut 2001; 49: 443-53. [ Links ]
111. Hawkey CJ. Non-steroidal anti-inflammatory drugs and peptic ulcers. Bmj 1990; 300: 278-84. [ Links ]
112. Gisbert JP, Boixeda D, Martín de Argila C, García Plaza A. Lesiones gastroduodenales y antiinflamatorios no esteroideos: ¿Qué papel desempeña Helicobacter pylori en esta relación? Rev Esp Enferm Dig 1998; 90: 655-64. [ Links ]
113. Tatsuguchi A, Sakamoto C, Fukuda Y, Wada K, Akamatsu T, Tsukui T, et al. Induction of cyclooxygenase-2 in mesothelial cells in peritonitis caused by perforated ulcers-an immunohistochemical study in humans. Aliment Pharmacol Ther 2000; 14 (Supl. 1): 58-63. [ Links ]
114. Wallace J. Distribution and expression of cyclooxygenase (COX) isoenzymes, their physiological roles, and the categorization of nonsteroidal anti-inflammatory drugs (NSAIDs). Am J Med 1999; 107: 11S-16S; discussion 16S-17S. [ Links ]
115. Jackson LM, Wu KC, Mahida YR, Jenkins D, Hawkey CJ. Cyclooxygenase (COX) 1 and 2 in normal, inflamed, and ulcerated human gastric mucosa. Gut 2000; 47: 762-70. [ Links ]
116. Fu S, Ramanujam KS, Wong A, Fantry GT, Drachenberg CB, James SP, et al. Increased expression and cellular localization of inducible nitric oxide synthase and cyclooxygenase 2 in Helicobacter pylori gastritis. Gastroenterology 1999; 116: 1319-29. [ Links ]
117. Chan FK, To KF, Ng YP, Lee TL, Cheng AS, Leung WK, et al. Expression and cellular localization of COX-1 and -2 in Helicobacter pylori gastritis. Aliment Pharmacol Ther 2001; 15: 187-93. [ Links ]
118. Franco L, Talamini G, Carra G, Doria D. Expression of COX-1, COX-2, and inducible nitric oxide synthase protein in human gastric antrum with Helicobacter pylori infection. Prostaglandins Other Lipid Mediat 1999; 58: 9-17. [ Links ]
119. Kimura A, Tsuji S, Tsujii M, Sawaoka H, Iijima H, Kawai N, et al. Expression of cyclooxygenase-2 and nitrotyrosine in human gastric mucosa before and after Helicobacter pylori eradication. Prostaglandins Leukot Essent Fatty Acids 2000; 63: 315-22. [ Links ]
120. Zarrilli R, Tuccillo C, Santangelo M, Nardone G, Romano M. Increased COX-2, but not COX-1, mRNA expression in Helicobacter pylori gastritis. Am J Gastroenterol 1999; 94: 3376-8. [ Links ]
121. McCarthy CJ, Crofford LJ, Greenson J, Scheiman JM. Cyclooxygenase-2 expression in gastric antral mucosa before and after eradication of Helicobacter pylori infection. Am J Gastroenterol 1999; 94: 1218-23. [ Links ]
122. Byrne MF, Murphy JF, Corcoran PA, Atherton JC, Sheehan KM, Cox D, et al. Helicobacter pylori induces cyclooxygenase-1 and cyclooxygenase-2 expression in vascular endothelial cells. Scand J Gastroenterol 2003; 38: 1023-30. [ Links ]
123. Guo XL, Wang LE, Du SY, Fan CL, Li L, Wang P, et al. Association of cyclooxygenase-2 expression with Hp-cagA infection in gastric cancer. World J Gastroenterol 2003; 9: 246-9. [ Links ]
124. Wilson KT, Ramanujam KS, Shirin H. Prostaglandin E inhibits Helycobacter pylori-induced apoptosis. Gastroenterology 1998; 116: A530 (abstract). [ Links ]
125. Konturek PC, Rembiasz K, Konturek SJ, Stachura J, Bielanski W, Galuschka K, et al. Gene expression of ornithine decarboxylase, cyclooxygenase-2, and gastrin in atrophic gastric mucosa infected with Helicobacter pylori before and after eradication therapy. Dig Dis Sci 2003; 48: 36-46. [ Links ]
126. Lopez-Belmonte J, Whittle BJ, Moncada S. The actions of nitric oxide donors in the prevention or induction of injury to the rat gastric mucosa. Br J Pharmacol 1993; 108: 73-8. [ Links ]
127. Xie QW, Cho HJ, Calaycay J, Mumford RA, Swiderek KM, Lee TD, et al. Cloning and characterization of inducible nitric oxide synthase from mouse macrophages. Science 1992; 256: 225-8. [ Links ]
128. Lowenstein CJ, Glatt CS, Bredt DS, Snyder SH. Cloned and expressed macrophage nitric oxide synthase contrasts with the brain enzyme. Proc Natl Acad Sci U S A 1992; 89: 6711-5. [ Links ]
129. Arias-Negrete S, Keller K, Chadee K. Proinflammatory cytokines regulate cyclooxygenase-2 mRNA expression in human macrophages. Biochem Biophys Res Commun 1995; 208: 582-9. [ Links ]
130. Mitchell MD, Romero RJ, Avila C, Foster JT, Edwin SS. Prostaglandin production by amnion and decidual cells in response to bacterial products. Prostaglandins Leukot Essent Fatty Acids 1991; 42: 167-9. [ Links ]
131. Romero R, Parvizi ST, Oyarzun E, Mazor M, Wu YK, Avila C, et al. Amniotic fluid interleukin-1 in spontaneous labor at term. J Reprod Med 1990; 35: 235-8. [ Links ]
132. Allport VC, Slater DM, Newton R, Bennett PR. NF-kappaB and AP-1 are required for cyclo-oxygenase 2 gene expression in amnion epithelial cell line (WISH). Mol Hum Reprod 2000; 6: 561-5. [ Links ]
133. Subbaramaiah K, Altorki N, Chung WJ, Mestre JR, Sampat A, Dannenberg AJ. Inhibition of cyclooxygenase-2 gene expression by p53. J Biol Chem 1999; 274: 10911-5. [ Links ]
134. Wink DA, Kasprzak KS, Maragos CM, Elespuru RK, Misra M, Dunams TM, et al. DNA deaminating ability and genotoxicity of nitric oxide and its progenitors. Science 1991; 254: 1001-3. [ Links ]
135. Nguyen T, Brunson D, Crespi CL, Penman BW, Wishnok JS, Tannenbaum SR. DNA damage and mutation in human cells exposed to nitric oxide in vitro. Proc Natl Acad Sci U S A 1992; 89: 3030-4. [ Links ]
136. Bartsch H, Ohshima H, Pignatelli B, Calmels S. Endogenously formed N-nitroso compounds and nitrosating agents in human cancer etiology. Pharmacogenetics 1992; 2: 272-7. [ Links ]
137. Plummer SM, Hall M, Faux SP. Oxidation and genotoxicity of fecapentaene-12 are potentiated by prostaglandin H synthase. Carcinogenesis 1995; 16: 1023-8. [ Links ]
138. Boolbol SK, Dannenberg AJ, Chadburn A, Martucci C, Guo XJ, Ramonetti JT, et al. Cyclooxygenase-2 overexpression and tumor formation are blocked by sulindac in a murine model of familial adenomatous polyposis. Cancer Res 1996; 56: 2556-60. [ Links ]
139. Tsujii M, DuBois RN. Alterations in cellular adhesion and apoptosis in epithelial cells overexpressing prostaglandin endoperoxide synthase 2. Cell 1995; 83: 493-501. [ Links ]
140. Khulusi S, Mendall MA, Patel P, Levy J, Badve S, Northfield TC. Helicobacter pylori infection density and gastric inflammation in duodenal ulcer and non-ulcer subjects. Gut 1995; 37: 319-24. [ Links ]
141. Genta RM, Graham DY. Comparison of biopsy sites for the histopathologic diagnosis of Helicobacter pylori: a topographic study of H. pylori density and distribution. Gastrointest Endosc 1994; 40: 342-5. [ Links ]