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1. INTRODUCCIÓN
1.1. Infecciones relacionadas con la asistencia sanitaria
Las infecciones relacionadas con la asistencia sanitaria (IRAS) son aquellas que adquiere el paciente durante su estancia o asistencia a dependencias sanitarias, sin que exista una infección previa1, cuya prevalencia nacional durante el año 2022, ha sido de un 8,23 %2.
Las fuentes de infección son diversas, aunque destacan los patógenos localizados en el ambiente hospitalario, en el personal sanitario y los endógenos del propio paciente. Revisten importancia aquellas dependencias hospitalarias que por su naturaleza acogen actividades de mayor sensibilidad médica, como son las unidades de cuidados intensivos (UCI), los quirófanos y las zonas de rehabilitación3. Los patógenos responsables son tanto víricos y bacterianos como fúngicos: a nivel vírico, en 2022, destacó el coronavirus (COVID-19); a nivel bacteriano, Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa y Staphylococcus aureus2. Incluidas en estas, se encuentran las infecciones fúngicas invasoras de origen nosocomial (IFON), entre las que destacan los géneros Candida spp. y Aspergillus spp2. Además, las obras en los hospitales tienen una influencia directa en la aparición de aspergilosis nosocomial por liberación de esporas localizadas en materiales, distribuidas posteriormente por las instalaciones sanitarias4.
1.2. Estándares microbiológicos de calidad ambiental. Niveles de contaminación fúngica y bacteriana
1.2.1. Niveles de contaminación fúngica
La concentración de unidades formadoras de colonias (UFC) de hongos por metro cúbico aceptable en cualquier área de ambiente controlado, como quirófanos y zonas de muy alto y alto riesgo, que disponen de tres niveles de filtración, no debe ser superior a 0 UFC/m3(5.
1.2.2. Niveles de contaminación bacteriana
La norma UNE 171340 determina que la contaminación ambiental por flora aerobia mesófila debe ser evaluada para la evaluación periódica de las salas de ambiente controlado y para poder clasificarlas (Tabla 1)5,6.
Tabla 1. Recuento de microorganismos mesófilos permitidos en función del riesgo de los quirófanos5,6.
| Clasificación | Valor | Resultado |
|---|---|---|
| Quirófanos de Muy Alto Riesgo y Zonas de Muy alto riesgo (ISO 5 e ISO 6, Clase A) | < de 10 UFC/m3 | Ambiente muy limpio |
| Quirófanos de Alto Riesgo y Zonas de Alto Riesgo (ISO 7, Clase B) | 10-100 UFC/m3 | Ambiente limpio |
| Quirófanos y Zonas de Riesgo Intermedio (ISO 8, Clase C) | 100-200 UFC/m3 | Ambiente aceptable |
ISO: international organization for standardization. UFC: unidades formadoras de colonias.
1.3. Prevención y control frente a IRAS
Las medidas de prevención en infecciones hospitalarias incluyen protocolos de limpieza y desinfección ajustados a la zona hospitalaria y el control del diseño de instalaciones, materiales e higiene del personal. Se recomienda rotar los productos de limpieza para evitar resistencias. Además, las medidas ambientales son fundamentales para una correcta bioseguridad ambiental5: se necesitan muestras para verificar la calidad ambiental, usando métodos volumétricos y estáticos.
Con el objetivo de determinar el nivel de cumplimiento normativo, se evaluaron las condiciones microbiológicas del aire de la UCI y quirófanos del Hospital Central de la Defensa «Gómez‑Ulla» - Centro Sanitario de Vida y Esperanza (HCDGU-CSVE) y se establecieron unas pautas de control de la higiene ambiental.
2. MATERIAL Y MÉTODOS
2.1. Tipo de estudio
Se realizó un estudio descriptivo transversal mediante muestreo del aire de las áreas de UCI y quirófano del HCDGU-CVE durante los meses de febrero y marzo de 2023.
2.2. Procedimiento de muestreo ambiental
2.2.1. Puntos de muestreo
Las muestras se tomaron después de la limpieza, excepto en las zonas comunes. Se realizó una toma total de 76 muestras: 40 de ellas fueron obtenidas en UCI y 36, en quirófanos, de las que 24 proceden de quirófano de oftalmología y 12, de traumatología. Se tomaron en dos alturas diferentes en el mismo punto: 60 cm de altura en la zona baja, 200 cm en la zona alta, para obtener una mejor comprensión de la distribución espacial.
2.2.2. Material y método empleado en la toma de muestras
La toma de muestras se realizó mediante el método de impactación de aire sobre medio de cultivo, empleando un biomuestreador Air Ideal 3P (Biomérieux® ), que aspira un volumen de 500 litros de aire en cinco minutos y provoca el impacto de los microorganismos presentes en el aire en una placa de Petri con agar sangre o Sabouraud, (Biomérieux® ). Las muestras se recogieron en los puntos elegidos en dos niveles de altura: dos muestras (una de agar sangre y otra de Sabouraud) en nivel alto y otras dos muestras (una de sangre y otra de Sabouraud) en nivel bajo. Cada placa de Petri fue sellada con Parafilm (Curwood Parafilm M, Bemis®) tras el procesado por el biomuestreador. Tras la recogida de las muestras, se transportaron en una nevera isotérmica portátil y se remitieron al servicio de microbiología para su procesamiento. La humedad relativa y la temperatura se midieron con un termohigrómetro (Govee®).
Durante la toma de muestras se mantuvo el cegamiento simple para impedir que la empresa de limpieza del hospital (CLECE) y los TCAES (técnicos de cuidados auxiliares de enfermería) conocieran la actividad de muestreo y minimizar el sesgo del observador que pudiera modificar su comportamiento durante la actividad rutinaria de limpieza del equipo médico y áreas de trabajo.
2.3. Procesamiento de las muestras
El aislamiento e identificación de los microorganismos se realizó siguiendo los procedimientos recomendados por la Sociedad Española de Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica (SEIMC)7: la caracterización fenotípica se realizó mediante métodos convencionales: características macroscópicas de crecimiento (las muestras recogidas se incubaron durante cinco días a una temperatura de 37° C (placas de agar sangre) y de 30° C (placas de Sabouraud)8 y pruebas bioquímicas (determinación de catalasa, oxidasa y coagulasa)9. La identificación se realizó mediante el método de espectrometría de masas, MALTI-TOF MS (desorción/ionización láser asistida por una matriz con detección de masas por tiempo de vuelo)10. Los resultados se expresaron en UFC/0,5 m3.
2.4. Tratamiento estadístico
Para el análisis y el tratamiento estadístico de los datos, se empleó el programa estadístico SPSS, versión 26. Se consideró estadísticamente significativo un valor inferior a α= 0,05.
Los recuentos de UCF/0,5 m3 se expresaron mediante mediana y rango intercuartílico. Los microorganismos aislados se presentaron de forma cualitativa expresados por frecuencias relativas y absolutas.
Asimismo, el estudio de normalidad se realizó mediante la prueba de normalidad de Shapiro-Wilk (< 50 determinaciones).
En el estudio estadístico no paramétrico de variables cuantitativas (UCF/0,5 m3) y variables cualitativas (UCI y quirófano) se realizó la prueba U Mann Whitney. En el estudio estadístico para las variables cualitativas (tipo de carga y altura del biomuestreador) se empleó la Prueba de chi-cuadrado de Pearson (Χ2). Se utilizó la Odds Ratio para la estimación del riesgo.
3. RESULTADOS
3.1. Aislamiento e identificación de microorganismos
3.1.1. Resultados en la zona UCI
De las 40 muestras tomadas en la zona UCI, 37 resultaron positivas (92,5 %). Se obtuvo un elevado crecimiento en el aire de bacterias gram positivas (BGP) (56,8 %) y hongos (37,8 %). Entre los microorganismos aislados, destacan los géneros Staphylococcus spp., Penicillium spp. y Aspergillus spp, seguidos de Bacillus spp., Mucor spp., Candida spp., Rhizopus spp., Roseomonas spp., Talaromyces spp y Chaetomium spp (Figura 1) (Tabla 2).
Tabla 2. Frecuencia (%) de especies aisladas en UCI.
| Especie | Frecuencia (%) |
|---|---|
| SCN | 19 (51,4) |
| Aspergillus spp. | 1 (2,7) |
| Aspergillus versicolor | 1 (2,7) |
| Aspergillus fumigatus | 2 (5,4) |
| Penicillium italicum | 1 (2,7) |
| Penicillium spp. | 1 (2,7) |
| Penicillium citrinum | 1 (2,7) |
| Penicillium comune | 1 (2,7) |
| Penicillium digitatum | 1 (2,7) |
| Penicillium glabrum | 1 (2,7) |
| Rhizopus spp. 1 | (2,7) |
| Mucor spp. 1 | (2,7) |
| Chaetomium globosum | 1 (2,7) |
| Talaromyces rugulosus | 1 (2,7) |
| Candida parapsilosis | 1 (2,7) |
| Bacillus spp. | 1 (2,7) |
| Roseomonas mucosa | 1 (2,7) |
| Bacillus infantis | 1 (2,7) |
| Total | 37 (100) |
SCN: Staphylococcus coagulasa negativos.
Frecuencia: número de colonias de esa especie aisladas en UCI entre las diferentes placas.
3.1.2. Resultados en habitaciones y zonas comunes de la UCI
En habitaciones de UCI se tomaron 17 muestras, de las cuales 13 (81,3%) resultaron positivas.
A pesar de obtenerse un crecimiento similar en cuanto a frecuencias de bacterias y hongos en las habitaciones de la UCI y zonas comunes (control de enfermería y baño del personal sanitario), cabe destacar un mayor porcentaje de crecimiento fúngico, donde un 12,5 % de las muestras aisladas corresponde al género Aspergillus spp. y un 16,7 %, al género Penicillium spp.
3.1.3. Resultados en quirófanos
De las 36 muestras analizadas en los quirófanos de oftalmología y traumatología, 21 resultaron positivas (58,3 %). A pesar de que la especie más frecuentemente aislada fue Staphylococcus coagulasa negativos (81 %), se detectó la presencia de diversos hongos ambientales: Aspergillus spp (4,8 %) y Penicillium spp. (9,5 %) (Figura 2).
En el quirófano de oftalmología, se analizó un total de 24 muestras, de las que 14 resultaron positivas (58,33 %). Los microorganismos aislados se clasifican en bacterias gram positivas y hongos (Tabla 3).
Tabla 3. Frecuencia (%) de microorganismos aislados en quirófanos de oftalmología y traumatología.
| Quirófano | Microorganismo | Frecuencia (%) | Total: N.º placas positivas (%) |
|---|---|---|---|
| Oftalmología | SCN | 12 (85,7) | 14 (100) |
| Penicillium spp. | 2 (14,3) | ||
| Traumatología | SCN | 5 (71,4) | 7 (100) |
| Bacillus spp. | 1 (14,3) | ||
| Aspergillus versicolor | 1 (14,3) |
SCN: Staphylococcus coagulasa negativos.
Frecuencia: número de colonias de esa especie aisladas en UCI entre las diferentes placas.
En el quirófano de traumatología, se obtuvo un total de doce muestras, de las que 7 resultaron positivas (58,33 %). Los diferentes microorganismos aislados se clasifican en bacterias gram positivas y hongos (Tabla 3).
En cuanto a la valoración del recuento de microorganismos (UFC/0,5 m3), obtenido si las muestras fueron tomadas en UCI o quirófano, no se observó diferencias estadísticamente significativas (Test U de Mann-Whitney U = 339,5; p-valor 0,416), es decir, el recuento fue similar en ambos casos.
3.2. Nivel de cumplimiento normativo de la calidad del aire interior en ambientes controlados
3.2.1. Carga fúngica y bacteriana
En la tabla 4 se observa que tanto la frecuencia de aparición de bacterias presentes en el aire (mediana), como la variabilidad (rango) de las mismas fue superior en la UCI que en el quirófano. Sin embargo, la carga fúngica fue homogénea tanto en frecuencia de aparición como en el tipo de hongo aislado. Los valores bajos impiden establecer diferencias significativas, aunque en este tipo de salas el recuento debería ser inferior a 0 UFC/m3.
Tabla 4. Valores de carga fúngica y bacteriana en UCI y quirófano. Mediana, rango, mínimo, máximo.
| Zona del Hospital | Tipo de Carga | Mediana | Rango | Mínimo | Máximo |
|---|---|---|---|---|---|
| UCI | Bacteriana | 9 | 26 | 1 | 27 |
| Fúngica | 1 | 2 | 1 | 3 | |
| Quirófano | Bacteriana | 4 | 7 | 1 | 8 |
| Fúngica | 1 | 0 | 1 | 1 |
Elaboración propia.
UCI: Unidad de cuidados intensivos.
En el análisis realizado según punto de muestreo (Tabla 5), se observa una mayor presencia de microorganismos en el baño del personal sanitario (29,7 %) y en la puerta de acceso principal en el caso de la UCI (21,6 %) y una presencia similar de microorganismos en el caso del quirófano.
Tabla 5. Número de muestras positivas (%) según el punto de muestreo.
| Zona del hospital | Punto de muestreo_ altura biomuestreador | Frecuencia (%) |
|---|---|---|
| Sala UCI | Puerta acceso principal - alta | 5 (8,6) |
| Puerta acceso principal - baja | 3 (5,2) | |
| Habitación acceso personal sanitario - alta | 3 (5,2) | |
| Habitación acceso personal sanitario_- baja | 4 (6,9) | |
| Habitación acceso familiares_- alta | 3 (5,2) | |
| Habitación acceso familiares - baja | 3 (5,2) | |
| Control enfermería - alta | 3 (5,2) | |
| Control enfermería - baja | 2 (3,4) | |
| Baño personal sanitario - alta | 7 (12,1) | |
| Baño personal sanitario - baja | 4 (6,9) | |
| Quirófanos | Puerta entrada paciente -_alta | 4 (6,9) |
| Puerta entrada paciente -baja | 4 (6,9) | |
| Puerta zona lavado quirúrgico - alta | 3 (5,2) | |
| Puerta zona lavado quirúrgico - baja | 4 (6,9) | |
| Puerta acceso a área sucia - alta | 4 (6,9) | |
| Puerta acceso a área sucia -baja | 2 (3,4) | |
| Total | 58 (100) | |
UCI: Unidad de cuidados intensivos.
Frecuencia: número de colonias de esa especie aisladas en UCI entre las diferentes placas.
La prueba de chi cuadrado Χ2 utilizada para determinar si existía asociación entre la existencia de carga fúngica y/o bacteriana en función de si las muestras habían sido tomadas en zonas altas o bajas de la sala determinó que podría existir asociación significativa (p-valor = 0,002) entre el tipo de carga obtenido y la altura escogida para el muestreo. Sin embargo, la Odds Ratio aportó un valor de OR = 1, concluyendo que no existe asociación significativa y, en caso de existir, puede ser debida a la casualidad.
3.2.2. Medidas de humedad relativa y temperatura
Los valores de humedad y temperatura en UCI variaron en los diferentes días de toma de muestras. La temperatura media de la UCI (15/02/23) fue de 23,5° C y la humedad relativa media, de 28,6 %. La temperatura media el 22/02/23 fue de 23,9° C y la humedad relativa media, de 28,8 %. La temperatura permanece dentro del rango, aunque la humedad relativa es baja.
Relativo a los valores de humedad y temperatura en quirófano, variaron en los diferentes días de toma de muestras. La temperatura media en el quirófano de oftalmología fue de 24,7° C y la humedad relativa media, de 23,5 %. En el quirófano de traumatología, la temperatura media fue de 24,9° C y la humedad relativa media, de 37,5 %.
4. DISCUSIÓN
Acorde a la bibliografía consultada, Oliveira et al.11 determinaron la predominancia de A. flavus, A. fumigatus. y A. niger. Demuyser et al.12 coinciden en A. fumigatus como hongo filamentoso más frecuente; sin embargo, los estudios de Oulkheir et al.13 destacan como hongos filamentosos el género Penicillium spp. y la especie A. niger y como levadura, C. glabrata.
En nuestro estudio identificamos la presencia de hongos ambientales propios de la microbiota presente en ambientes hospitalarios y de Staphylococcus coagulasa negativos: destacó la presencia en los quirófanos de Penicillium spp. y Aspergillus spp. y Aspergillus, Mucor y Rhizopus en UCI.
En relación con los procedimientos de aislamiento de microorganismos presentes en el aire, Oliveira et al.11, Demuyser et al.12 y Birgand et al.14 optaron por el empleo de un biomuestreador. Por el contrario, Gonçalvesa et al.15 y Oulkheir et al.13 utilizaron únicamente el método de sedimentación pasiva en placa abierta en la zona de estudio. Smith et al.16 optaron por una combinación de ambas técnicas.
En nuestro estudio, el uso y tipo de biomuestreador empleado es similar al utilizado por Birgand et al.14, cuyo volumen de aspiración es de 500 L. Por consiguiente, los microorganismos aislados se corresponden a los presentes en medio metro cúbico. Por el contrario, Oliveira et al.11 emplearon un biomuestreador con capacidad de aspiración de 1 000 L.
Por otro lado, los periodos de muestreo pueden ser variados: Gonçalvesa et al.15 y Oulkheir et al.13 determinaron turnos de muestreo tanto por la mañana como por la tarde; Demuyser et al.12 consideraron distribuir los muestreos en torno a las actividades de restauración del tejado del hospital. Referente a nuestro estudio, se tomaron muestras por días, sin tener en cuenta diferentes turnos.
Las zonas de muestreo elegidas en nuestro estudio fueron estancias hospitalarias de pacientes con sensibilidades altas, como la UCI y quirófanos (de traumatología y oftalmología). En estas elecciones coinciden los estudios de Oliveira et al.11 y Birgand et al.14, que investigaron en la misma dirección.
Se puede concluir que el procedimiento de toma de muestras debe ser diseñado y aplicado acorde al tipo de investigación en desarrollo, así como a las características intrínsecas a las diferentes zonas de estudio.
La norma UNE 1007136 clasifica los quirófanos, según su riesgo, en la clase I; la norma UNE 171340:202017, en los niveles de riesgo 4 y 5. Considerando esta norma, para estos quirófanos, el límite máximo de detección de cualquier género o especie de hongo en el ambiente es de 0 UFC/m3.
Durante nuestra investigación en los quirófanos de traumatología se logró aislar los géneros Penicillium y Aspergillus. La presencia de Penicillium spp. en el quirófano de oftalmología y A. versicolor en traumatología es indicativa de desviaciones en la calidad ambiental y el filtrado del aire.
En referencia a los niveles de contaminación bacteriana en áreas de riesgo 4 y 5, como es el caso de los quirófanos de traumatología y oftalmología, según la norma UNE 171340:202017, se exige un recuento < 10 UFC/m3. En este caso, no se observan incumplimientos.
Las UCI, siguiendo lo establecido según la norma UNE 1007136, tienen consideración de clase II y con nivel de riesgo 2, según la norma UNE 171340:202017. En referencia a la presencia de hongos, se exige un número < 10 UFC/m3, con ausencia de patógenos, considerados estos como los géneros Aspergillus spp., Rhizopus spp., Mucor spp. y Scedosporium spp.
En nuestro estudio, en las habitaciones de las UCI se detectaron UFC tanto de Aspergillus spp. como de Rhizopus spp. En las zonas comunes, los hongos aislados no superaron las 10 UFC/m3, aunque se identificaron los géneros Mucor spp. y Aspergillus spp, que indican la desviación de los criterios ambientales.
En referencia al recuento bacteriano, la norma UNE 171340:202017 determina, en cuanto a aerobios mesófilos, para zonas de nivel 2, < 100 UFC/m3 en reposo y < 200 UFS/m3 en funcionamiento. En este caso, los resultados obtenidos indican un cumplimiento de los criterios ambientales.
Asimismo, existe un control y regulación de los requisitos ambientales de humedad y temperatura que deben reunir, en este caso, los quirófanos y las UCI. La NTP 859, sobre ventilación general en hospitales, determina que, según la norma UNE 1007136, la temperatura mínima en quirófanos debe ser de 22° C y la máxima, 26° C; así como la humedad relativa mínima debe tener un valor del 45% y la máxima, del 55%.
Nuestro estudio determinó que la temperatura media en los quirófanos estudiados, la temperatura se ajustaba al rango permitido, aunque la humedad relativa mostraba un valor inferior al mínimo contemplado.
En cuanto al resto de dependencias, la norma UNE 1007136 determina una temperatura mínima de 24° C y una máxima de 26° C; así como una humedad relativa mínima del 45 % y una máxima del 55 %. En la UCI se detectaron valores de humedad y temperatura inferiores a los determinados, que se pueden explicar por la incapacidad de aislar las zonas de estudio y los movimientos del personal del hospital durante el muestreo.
Acorde a Mousavi et al.4, a Talento et al.18 y a Pini et al.19 las obras y actividades de remodelación y rehabilitación de los hospitales suponen la liberación de esporas al ambiente, que puede derivar en la aparición de brotes de aspergilosis nosocomial. Durante este estudio, distintas áreas del HCDGU-CSVE estuvieron sometidas a actividades de rehabilitación, como el bloque de maternidad, vestuarios próximos a la zona quirúrgica, área de hemodinámica y zona de medicina nuclear: estas obras pueden haber interferido en los resultados. La presencia de microorganismos detectada en el muestro es normal atendiendo a las obras en el ambiente hospitalario.
Debido a la relación directa entre la calidad e higiene ambientales en áreas hospitalarias de riesgo y la aparición de IRAS, así como a la relación entre las actividades de acondicionamiento y la carga fúngica, es fundamental establecer pautas de control, sustentadas en unas adecuadas instalaciones y protocolos de limpieza y desinfección.
En relación con las instalaciones, de acuerdo con lo propuesto por la SEIMC20, las habitaciones con ambiente protegido deben contar con filtros HEPA y deben presentar una presión positiva con respecto a las áreas que las rodean para dificultar la entrada de microorganismos en estas habitaciones.
Es capital también una adecuada ventilación de las instalaciones: se recomienda un intercambio superior a doce veces por hora del volumen de aire de la habitación, impulsado a través de un filtro HEPA.
Relativo a los quirófanos de nuestro estudio, de oftalmología y traumatología, mantienen una presión positiva con respecto a las áreas circundantes y el sistema de ventilación emplea dos filtros HEPA. Además, disponen de un flujo de aire laminar, que garantiza una mayor protección.
En el caso de la unidad de cuidados intensivos de nuestro estudio, hay dos habitaciones que disponen de un sistema de presión positiva y filtros HEPA en las rejillas de los conductos de propulsión del aire.
Según las recomendaciones establecidas por la SEIMC20, la renovación del volumen de aire de las habitaciones de las UCI debe ser superior a doce veces por hora, aunque en la UCI estudiada esta renovación es continua.
En relación con el segundo pilar del control de la higiene ambiental, la monitorización de la calidad ambiental es básica para verificar el cumplimiento de los criterios microbiológicos. No hay requisitos legales sobre la frecuencia de muestreo, pero SEIMC20 recomienda, como mínimo, mensualmente; asimismo, cuando existan obras y con el objetivo de comprobar que un tratamiento aplicado tras la aparición de brotes ha sido efectivo.
En relación con el establecimiento de un protocolo de limpieza y desinfección de los sistemas de ventilación, se ajustaría a un mejor control microbiológico realizar dos limpiezas anuales, semestralmente. Son diversos los biocidas útiles para una desinfección ambiental, aunque la SEIMC20 propone el empleo de peróxido de hidrógeno y ozono.
En el caso de las UCI se recomienda, como mínimo, siempre que se obtengan valores superiores de UFC/m3 a los recomendados, según la Sociedad Andaluza de Medicina Preventiva, Salud Pública y Gestión Sanitaria10.
En cuanto a la limpieza y desinfección de los sistemas de conducción de aire de los quirófanos del HCDGU-CVE se realiza anualmente y, excepcionalmente, si aparecen dos muestreos seguidos con resultado positivo, tras haber realizado una limpieza en profundidad del quirófano afectado.
Se puede concluir que los procedimientos de muestreo ambiental y el protocolo de limpieza y desinfección actual del HCDGU-CSVE deberían ser reforzados debido a la existencia de obras en el hospital que pueden provocar la liberación y circulación de hongos ambientales.
Sobre las limitaciones del presente estudio, se reseña el empleo de un único método de muestreo; la imposibilidad de un cegamiento completo por parte de la empresa limpiadora y los TCAES, que pueden haber influido en el muestreo.
5. CONCLUSIONES
Los resultados revelan que, a pesar del correcto mantenimiento, diseño y materiales, las obras y actividades de acondicionamiento en el hospital pueden haber originado el incremento de microorganismos ambientales, a pesar de la aplicación de los protocolos de limpieza y desinfección y el empleo de barreras como los filtros HEPA. Destacan Staphylococcus coagulasa negativos y géneros fúngicos como Aspergillus spp., Penicillium spp., Mucor spp. y Rhizopus spp. Se recomienda, por tanto, incrementar la frecuencia en el muestro de la calidad ambiental, tanto microbiológica como de factores físicos (humedad y temperatura) y de mantener los valores de estos en el rango de valores exigido por la normativa; asimismo, la importancia de reforzar las medidas de higiene ambiental.
